Оценка антиоксидантных, отбеливающих и омолаживающих свойств гидролизатов рисового белка

Контакт:joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp: 008618081934791

Хуэй-Ю Чен 1,2, Фань-Джен Дай 2, Ченг-Ю Чен 3, Сяо-Лин Фан 2, Цзи-Хун Чжэн 4, Ю-Чунь Хуан 2, Чи-Фай Чау 1, Юн-Шэн Линь 3, 4,5,* и Чин-Шу Чен 1,*

Абстрактный:Гидролизаты белков растительного происхождения имеют потенциальное применение в питании. Гидролизаты рисового протеина (RPH), превосходный источник белков, привлекли внимание для разработки космецевтических препаратов. Тем не менее, в нескольких исследованиях сообщалось о потенциальном применении RPH в анализе, и в этом исследовании изучались ихантиоксидантактивности и ингибирующей активности ферментов старения кожи. Результаты показали, что общие концентрации фенолов и флавоноидов составляли 2,06 ± 0,13 мг эквивалента галловой кислоты/г RPH и 25,96 ± 0,52 мкг эквивалента кверцетина/г RPH, соответственно. RPH продемонстрировали дозозависимую активность по удалению свободных радикалов из 1,1-дифенил-2-пикрилгидразила [полумаксимальная ингибирующая концентрация (IC50)=42,58 ± 2,1 мг/г RPH] и 2 ,20-азино-бис (3-этилбензотиазолин-6-сульфокислота) (IC50=2,11 ± 0,88 мг/г RPH), дозозависимая восстановительная способность (6,95 ± 1,40 мг эквивалент витамина С/г RPH) и способность поглощать радикалы кислорода (473 мкмоль Trolox эквивалент/г RPH). Концентрации раствора RPH, необходимые для достижения 50-процентного ингибирования гиалуронидазы итирозиназаактивности были определены как 8,91 и 107,6 мг/мл соответственно. Это исследование показало, что RPHантиоксидант, антигиалуронидазная и антитирозиназная активность для будущих косметических применений.

Ключевые слова:гидролизат рисового белка;антиоксидант; гиалуронидаза;тирозиназа; косметический

цистанхеотбеливаниеэффектна кожу кантиокислительный

1. Введение

Воздействие ультрафиолетового излучения вызывает фотостарение (или внешнее старение); напротив, активные формы кислорода, образующиеся в процессе клеточного метаболизма, и ухудшение биологических функций ответственны за внутреннее старение [1,2]. Обработанные продукты часто содержат натуральныеантиоксидантытакие как катехины, аскорбиновая кислота, токоферолы, розмариновая кислота и фенольные экстракты различных растений. Исследования, проводимые в области природных антиоксидантов, теперь учитывают нетрадиционное происхождение. Натуральные источникиантиоксидантыболее желательны, чем химически произведенныеантиоксидантыпоскольку сообщалось, что некоторые синтетические антиоксиданты являются канцерогенными [3]. Рис (Oryza sativa) является основным продуктом питания людей во всем мире, особенно тех, кто живет в Азии. Ежегодное производство риса в мире составляет примерно 741 млн тонн [4]. Сообщается, что в азиатских странах рис является источником 75 процентов энергии, потребляемой более чем 2 миллиардами человек [5]. Экстенсивное производство риса приводит к соответствующему количеству побочных продуктов. Остаточный продукт производства риса содержит большую часть белка зерна (~60–85%), но выбрасывается или используется на корм животным [6–8]. Сообщается, что пептиды, полученные из различных белковых гидролизатов, действуют как потенциальныеантиоксиданты[9]. Следовательно, природные и нетоксичные антиоксиданты потенциально могут быть извлечены из гидролизатов пищевых белков. Многие ученые использовали модели, богатые липидами, и сообщили, что белковые гидролизаты, а также молочные, зеиновые и соевые белковые пептиды обладают важными антиоксидантными характеристиками, включая удаление свободных радикалов, ингибирование пищевых продуктов и перекисного окисления липидов in vitro, а также хелатирование переходных металлов [10–10]. 12].

Гиалуроновая кислота (ГК) способствует омоложению кожи, так как повышает ее вязкость, содержит влагу и снижает проницаемость внеклеточной жидкости. Благодаря своей превосходной водоудерживающей способности ГК увеличивает молодость, увлажнение и гладкость кожи, а также уменьшает степень морщин [13,14]. К сожалению, уровень ГК в коже естественным образом снижается с возрастом. Гиалуронидаза представляет собой фермент, который разрушает ГК, вызывая потерю прочности, гибкости и влаги кожи, что, в свою очередь, приводит к старению кожи. Следовательно, морщины можно лечить путем ингибирования гиалуронидазы и поддержания содержания ГК в коже [15,16]. Фермент, продуцирующий меланинтирозиназавносит жизненно важный вклад в лимитирующую стадию процесса, посредством которого вырабатывается меланин. Поэтому нарушения пигментации обычно лечат, и осветление кожи достигается путем ингибирования или подавлениятирозиназаактивности [17,18].

В нескольких исследованиях было обнаружено, что гидролизаты белков зерна и пептиды, которые могут быть получены из них, обладают антиоксидантной, антигипертензивной и противоопухолевой активностью [19,20]. Положительный вклад пептидов и белков пищевого происхождения в здоровье человека постепенно признается [21]. Потребители все чаще требуют, чтобы в косметической и медицинской промышленности использовались натуральные биологически активные соединения. Гидролизаты рисового протеина (RPH) привлекли внимание как превосходный источник белков. Однако в нескольких исследованиях сообщалось о характеристике и функциональном анализе RPH. Поэтому в этом исследовании оценивали антиоксидантную активность и гиалуронидазу итирозиназа-ингибирующая активность РФП.

2. Результаты и обсуждение

2.1. Общая концентрация фенолов (TPC) и общее содержание флавоноидов (TFC)

Стандартом в анализе ТФХ служила галловая кислота нескольких концентраций. Более высокая абсорбция указывала на более высокую ТФХ. TPC образцов RPH получали путем ввода значений оптического поглощения образцов RPH в калибровочную кривую галловой кислоты. Сопоставляя концентрацию RPH с концентрацией фенола (рис. 1a), было получено среднее значение TPC, равное 2,06 ± 0,13 мг GAE/г RPH. С помощью аналогичной процедуры была получена TFC 25,96 ± 0,52 мкг QE/gRPH (рис. 1b). На рис. 1c дополнительно показаны TPC и TFC образцов RPH. Он показывает, что взаимосвязь между TPC и TFC может быть выражена как y=0,0121x плюс 0,0659, где x и y — TPC и TFC соответственно.

TPC RPH включал концентрации фенольных аминокислот и фенольных соединений пептидов. Взаимодействие белок-фенольное соединение обычно включает ковалентную и нековалентную связь. Фенольные соединения высвобождаются при ферментативном гидролизе. Определенные ферменты могут быть наиболее способны разрушать белково-полифенольные комплексы, что приводит к высвобождению большего количества фенольных соединений и пептидов с фенольными группами, таких как тирозин [22]. Сообщалось о сильной корреляции между общим содержанием полифенолов в зернах и их биологической активностью. Хорошо известно, что полифенолы обладают сильной антиоксидантной активностью [23]. Хотя терпены [24] или орсесквитерпены [25] в рисе обнаружены в меньшем количестве, они также могут способствовать антиоксидантной активности.

2.2. Активность антиоксидантов

2.2.1. Активность свободных радикалов DPPH по удалению радикалов

На рис. 2 показана активность DPPH по удалению свободных радикалов в растворе RPH. Было обнаружено, что более высокая концентрация раствора приводит к более высокой активности. Полумаксимальная ингибирующая концентрация (IC50), представляющая собой концентрацию экстракта, при которой может быть удалена половина всех свободных радикалов DPPH, составляла 42,58 ± 2,1 мг/мл рисовых пептидов.

2.2.2. Очищающая активность свободных радикалов ABTS

Активность RPH по поглощению свободных радикалов ABTS, показанная на рисунке 3, была выше, когда использовалась более высокая концентрация экстракта. IC50 составляла 2,11 ± 0,88 мг/мл рисовых пептидов. Этот результат показал, что RPH обладают сильной активностью по удалению свободных радикалов ABTS. Серосодержащие аминокислоты, включая Met и Cys, и гидрофобные аминокислоты, включая Ala, Val, Ile, Leu, Met, Cys, Tyr, Phe, Try и Pro, могут быть важными факторами в отношении свободных радикалов ABTS. мусоросжигательная деятельность.

В этом исследовании значение IC50 активности по удалению свободных радикалов ABTS было ниже, чем активность по удалению свободных радикалов DPPH, что согласуется с результатами по скорлупе и ядру семян Jatropha curcas L. [28], а также по семенам и кожуре плодов зизифуса [29]. Этот вывод также соответствует отчету о гидролизатах белка рисовых отрубей с эквивалентом тролокса 43,98–66,25 мкмоль/г образца и эквивалентом тролокса 403,28–430,12 мкмоль/г образца для активности по удалению свободных радикалов DPPH и активности по удалению свободных радикалов ABTS соответственно [27].

Одной из возможных причин является разница в растворимости между свободным радикалом DPPH (растворимым в масле) и свободным радикалом ABTS (растворимым в масле/воде) [30,31]. На антиоксидантный потенциал белковых гидролизатов рисовых отрубей влияли профиль их молекулярной массы, аминокислотный состав и гидрофобность [32].

2.2.3. Сокращение мощности

Результаты анализа способности к восстановлению для RPH представлены на рисунке 4. Способность к восстановлению увеличивалась с концентрацией RPH. Способность к восстановлению составила 6,95 ± 1,40 мг VCE/г RPH, что указывает на то, что RPH являются эффективным антиоксидантом.

2.2.4. Способность поглощать радикалы кислорода (ORAC)

Анализ ORAC имеет преимущества по сравнению с другими подходами к определению антиоксидантной активности, включая используемые реагенты, представляющие собой пероксирадикалы с механизмом реакции и окислительно-восстановительным потенциалом, подобными физиологическим оксидантам; общий заряд и состояние протонирования, с которымиантиоксидантыреакции напоминают таковые в организме человека [33]. Метод ORAC также имеет биологическое отношение к эффективности антиоксидантов в организме человека. На рис. 5 представлены результаты анализа ORAC RPH и стандарта Trolox в различных концентрациях. ORAC был получен из уравнения регрессии калибровочной кривой, связывающей чистую AUC с концентрацией Trolox. Результаты показали, что RPH имеет ORAC 473 мкмоль TE/г RPH.

Антиоксидантные пептиды или аминокислоты могут быть получены путем ферментативного гидролиза белков, что приводит к высокой активности в отношении оксидантов [34]. За их антиоксидантную активность ответственны хелатирование ионов металлов, ингибирование перекисного окисления липидов и удаление свободных радикалов биологически активных пептидов. Свободные радикалы могут быть подавлены, а экспрессия белков и ферментов, снижающих окислительный стресс, может повышаться с помощью антиоксидантных пептидов. Сообщается, что антиоксидантная эффективность белковых гидролизатов и пептидов зависит от последовательности аминокислот и размера пептида, на которые влияют условия гидролиза, источник белка и тип протеазы [35]. Согласно Adebiyi et al. [36], самый большой усвояемый белок рисовых отрубей может быть разбит на более мелкие части субтилизином, что приводит к большему выходу и содержанию белка. На TPC и антиоксидантную активность гидролизата может влиять специфичность ферментов. Следовательно, на антиоксидантную активность пептида могут влиять характеристики источника белка, специфичность фермента и уровень гидролиза [37].

Есть много сообщений об использовании протеаз (таких как алкалаза, коммерческое название асубтилизина А из видов Bacillus) для гидролиза белков растительного происхождения с получением антиоксидантных пептидов. В этом отношении соевый белок является одним из наиболее известных белков [38]. Кроме того, также обнаружен гидролиз белка рисовых отрубей алкалазой. В оптимальных условиях алкалазный гидролиз клейких рисовых отрубей продуцировал белковые гидролизаты со значением IC50 0,87 ± 0,02 мг/мл при поглощении свободных радикалов DPPH [39]. В нашем исследовании значение IC50 RPH составило 42,58 ± 2,1 мг/мл. Хотя значение IC50 при поглощении свободных радикалов DPPH в этом исследовании было не таким эффективным, как у белка из рисовых отрубей, поглощение свободных радикалов ABTS (IC50=2,11 мг/мл) было более эффективным, чем у гидролизатов соевого белка, полученных гидролизом алкалазы ( IC50=2,93 мг/мл) [40].

2.3. Ингибирующая активность гиалуронидазы

Протеолитический фермент гиалуронидаза обнаружен в дерме и катализирует деградацию ГК во внеклеточном матриксе [41]. В этом исследовании использовали дубильную кислоту в качестве положительного контроля для целей сравнения. Фигура 6 показывает, что дубильная кислота имеет более высокое ингибирование активности гиалуронидазы; IC50 составляла 0,14 мг/мл, аналогично значению, полученному Nishida et al. (0,121 мг/мл; 71,1 мМ) [42]. Напротив, для раствора RPH была рассчитана IC50, равная 8,91 мг/мл. Этот результат для раствора RPH соответствовал нашему предыдущему значению IC50, равному 7,61 мг/мл [43]. Белки, полисахариды и соединения растительного происхождения и синтетические соединения входят в число соединений, в которых присутствуют ингибиторы гиалуронидазы. Эти ингибиторы помогают поддерживать баланс синтеза и деградации ГК [44]. Низкая концентрация ГК в коже приводит к сухости и появлению морщин. Следовательно, ингибирование активности гиалуронидазы представляет собой путь, с помощью которого можно улучшить морфологию кожи и замедлить ее старение.

2.4. Тирозиназо-ингибирующая активность

Белковые гидролизаты из природных источников обладают потенциалом ингибироватьтирозиназная активность. Тест ингибирования тирозиназы in vitro обычно используется для оценки того, как средства для отбеливания кожи непосредственно влияют на активность тирозиназы [45]. Участвуя в стадии ограничения скорости синтеза меланина, тирозиназа катализирует гидроксилирование L-тирозина в L-ДОФА, а затем окисление последнего в о-допахинон. Когда желательно предотвратить биосинтез меланина, решающее значение может иметь ингибирование активности L-тирозиназы. Здесь,тирозиназаиспользовали для измерения антитирозиназной активности RPH. Как показано на рис. 7, концентрация107,6 мг/мл обеспечивает 50-процентное ингибирование активности тирозиназы. Аскорбиновая кислота проявляла высокую ингибирующую тирозиназу активность (IC50=0,098 мг/мл), которая была аналогична 0,102 мг/мл, которую Seo et al. сообщается [46].

Гидролизаты белков рисовых отрубей продемонстрировали значительнотирозиназа-ингибиторная активность [47,48]. Ингибирующая тирозиназу активность раствора RPH может быть результатом аминокислотного профиля пептидов. Щуринк и др. описал, что эффективноетирозиназа-ингибиторные пептиды состоят из остатков аргинина и фенилаланина [49]. Тирозиназоингибирующая активность может быть улучшена гидрофобными аминокислотными остатками (например, аланином), а производство меланина может быть нарушено аланином [50]. Кроме того, Zhang et al. также сообщили, что гидролизат рисового белка может снижать содержание меланина и активность тирозиназы в модели клеток, индуцированных УФ-В [51].

бодибилдинг

2.5. Аминокислотные профили и молекулярная масса RPH

Содержание белка в рисе после удаления крахмала в настоящем исследовании составляло 23,56 процента по весу, а степень гидролиза образца, гидролизованного протеазой, составляла 9,36 процента. В таблице 1 подробно описан состав аминокислот в RPH. В пробе каждые 100 г содержали 5,18 г аминокислот. Что касается аминокислотных компонентов, RPH были богаты аланином, лейцином, аргинином, глутаминовой кислотой и аспарагиновой кислотой. Каждые 100 г образца содержали в сумме 1,73 г гидрофобных аминокислот (аланин, валин, лейцин, изолейцин, пролин, фенилаланин и цистеин). Этот результат полностью отличался от нашего предыдущего отчета [43] по раствору амилазы и температуре его обработки для удаления крахмала. Содержание гидрофобных аминокислот было в 1,90 раза выше, чем в нашем предыдущем отчете. Более низкая температура обработки (60 ◦ C) в этом исследовании может предотвратить денатурацию белков в больших количествах, так что активность аминокислот может быть лучше сохранена. Кроме того, аналогичный вывод получен и по другим грибным амилазе и глюкоамилазе, осахаривающим крахмал в отрубях белого риса [52].

Исследования показали, что гидрофобные аминокислоты напоминаютантиоксидантыповышая растворимость на основе липидов в белковых гидролизатах и ​​пептидах из различных источников белка, тем самым способствуя взаимодействию со свободными радикалами [38,53]. О некоторых аминокислотах сообщили Chen et al. [54] в целом бытьантиоксиданты; упомянутые кислоты включали триптофан, цистеин, метионин, тирозин и гистидин. В настоящем исследовании ароматические аминокислоты (фенилаланин, тирозин и триптофан) составляли 0,53 г/100 г RPH. Следовательно, эти аминокислоты, происходящие из пептидов, вероятно, ответственны за антиоксидантную активность RPH.

Кроме того, белки, которые гидролизуются в более короткие пептиды, имеют другое распределение молекулярных масс, и некоторые гидрофобные группы, завернутые внутрь цельных молекул природного белка, обычно экспонируются в водной фазе. Это связано со структурной перестройкой белковых молекул и, следовательно, с функциональными свойствами белка [55,56]. Данные трицин-SDS-PAGE показали, что молекулярная масса RPH находилась в диапазоне 5–35 кДа (рис. 8а).

На рис. 8б показано относительное содержание различных молекулярных масс в РФП. В целом 45,24% всего белка находилось в основной полосе (молекулярная масса ≈ 2,4 кДа). Сходные результаты были получены в отношении пептида белковых гидролизатов рисовых отрубей. Самая высокая антиоксидантная активность, полученная Thamnarathip et al. [37] было таковым для пептидов с молекулярной массой=6–50 кДа. Кроме того, существует взаимосвязь между функцией белковых гидролизатов, распределением ММ и составом аминокислот [57]. Это объясняет антиоксидантную активность РФП, наблюдаемую в настоящем исследовании.

2.6. Тест на клеточную токсичность

Для будущих применений требуется низкая клеточная токсичность. Для оценки цитотоксичности и биосовместимости RPH жизнеспособность клеток сырых клеток 264.7 в растворе RPH измеряли методом МТТ. Как показано на рис. 9, жизнеспособность клеток превышала 100 % при обработке 25–2000 мкг/мл RPH в течение 24 и 48 часов. Результаты указывают на удивительно низкую цитотоксичность RPH. Таким образом, RPH потенциально могут использоваться в косметических целях с очень низкой цитотоксичностью.

3. Материалы и методы

3.1. Реагенты

Хлорид железа(III), 2,20-азино-бис(3-этилбензотиазолин-6-сульфоновая кислота) (ABTS), тролокс(6-гидрокси-2,5 ,7,8-тетраметилхроман-2-карбоновая кислота), 1-3,4-дигидроксифенилаланин (L-DOPA), 1,1-дифенил-2- пикрилгидразил (DPPH) и трихлоруксусную кислоту приобретали у Alfa Aesar (Тьюксбери, Массачусетс, США). 2,20-азобис(2-метилпропионамидин) дигидрохлорид (AAPH), фенольный реактив Фолина–Чокальтеу, галловая кислота, аскорбиновая кислота, грибытирозиназа, и флуоресцеин натрия были получены от Sigma-Aldrich (Сент-Луис, Миссури, США). Карбонат натрия был получен от Riedel-de Haën (Seelze, Германия). Наконец, феррицианид калия, гидрофосфат натрия и дигидрофосфат натрия были получены от Showa Chemical (Токио, Япония).

3.2. Подготовка РФП

RPH были приготовлены, как описано ранее, за исключением того, что грибковая амилаза использовалась для осахаривания крахмала в рисовой муке, избегая повреждения аминокислот, вызванного гидролизом бактериальной амилазы при высоких температурах [43,58]. Сто граммов рисовой муки замачивали в 1000 мл дистиллированной воды, содержащей 0,5% амилазы грибов (Genencor, NY, USA), после чего смесь нагревали в течение 24 ч до 60 ◦C ( pH 4,2), после чего давали остыть до комнатной температуры. Центрифугирование проводили в течение 10 мин при 1968×g для удаления оставшегося супернатанта. После 20-кратного добавления воды и 2 мл 0,1% гидролитической протеазы (Healthmate, Changhua, Тайвань) к нерастворимой части раствор встряхивали и инкубировали в течение 4 часов при 55 ◦C. Для поддержания оптимального уровня pH раствора использовали метод pH-stat, а затем проводили нагревание до 85 ◦C в течение 10 минут для инактивации фермента. Оставшуюся нерастворимую фракцию удаляли центрифугированием в течение 15 мин при 3075×g. Лиофилизировали супернатант, который затем хранили при -20 ◦C до использования.

3.3. Антиоксидантная активность RPH

3.3.1. Общая фенольная концентрация (TPC)

Был использован метод Фолина-Чокальтеу для обнаружения ТФХ RPH [59]. мкл раствора RPH и к этой смеси добавляли 400 мкл деионизированной (DI) воды и 200 мкл 10-процентного (масса/объем) раствора карбоната натрия. Смешанный раствор инкубировали в течение 60 мин в темноте при комнатной температуре. Затем центрифугировали 15 мин при 3000 об/мин. Для измерения использовали 100 мкл супернатанта. Для определения TPC (единица измерения: мг) эквивалента галловой кислоты (ЭАК) на грамм сухого образца RPH (единица измерения: мг GAE/г RPH) данные оптического поглощения вводили на стандартную кривую, представляющую галловую кислоту. Поглощение определяли при 700 нм с использованием спектрофотометра EpochMicroplate (BioTek, VT, USA).

3.3.2. Общее содержание флавоноидов (TFC)

TFC был получен в соответствии с подходом Wathoni et al. с небольшими изменениями [60]. Сначала смешивали по 500 мкл каждого образца и 2-процентного (вес/объем) раствора хлорида алюминия. Реакционный раствор тщательно перемешивали и оставляли на 10 мин, после чего оценивали поглощение при 415 нм. Результат указывается в микрограммах кверцетинового эквивалента (КЭ) на грамм сухого образца RPH (мкг QE/г RPH).

бодибилдинг

3.3.3. Активность по удалению свободных радикалов DPPH

Сначала смешивали 198 мкМ раствор DPPH в этаноле (50 мкл) и раствор RPH или деионизированную воду (0,5 мкл; образец и контроль соответственно), а затем оставляли на 30 мин в темноте при комнатной температуре. Затем получали оптическую плотность раствора при 517 нм. Относительную поглощающую активность рассчитывали путем определения разницы в поглощении между образцом и контролем. Высокая активность DPPH по удалению свободных радикалов отражалась низким оптическим поглощением. При оценке активности поглощения свободных радикалов раствором RPH DPPH в качестве стандарта использовали витамин С [61–63].

3.3.4. Очищающая активность свободных радикалов ABTS

Подход, описанный Wu et al. использовали для оценки антиоксидантной активности раствора RPH [64]. Сначала исходный раствор 7 мМ ABTS (25{8}} мкл) реагировал с 2,45 мМ персульфата калия (250 мкл) с получением катиона свободных радикалов ABTS (ABTS• plus ), при этом смесь выдерживали. в течение 16 ч при 4°С в темноте перед применением. После уравновешивания в темноте при комнатной температуре использовали 0,1 М фосфатно-солевой буфер (PBS; pH 7,4) для разбавления раствора до 0,70 ± 0,02 поглощения при 734 нм. Затем к 180 мкл разбавленного раствора ABTS добавляли 20 мкл Trolox (положительный контроль) или раствора RPH (образец). Затем смесь подвергали 10-минутной инкубации при комнатной температуре. В этом исследовании определяли оптическое поглощение при 734 нм; более низкое поглощение соответствовало более высокой активности ABTS по улавливанию свободных радикалов. Стандартом, используемым для оценки активности RPHsolution по удалению свободных радикалов, был антиоксидант Trolox.

3.3.5. Сокращение мощности

Для определения общей антиоксидантной активности RPHsolution применяли анализ антиоксидантной способности, восстанавливающей железо. Как сообщают Лин и др. [29], раствор RPH (200 мкл) равномерно смешивали с 1% (масс./об.) K3Fe(CN)6 и 0,2 М буфером PBS (pH 6,6; по 100 мкл каждого) .В течение 20 мин нагревали смесь на водяной бане с температурой 50 ◦C; после извлечения смеси из бани ее быстро охлаждали в течение 3 мин. Затем добавляли 10-процентную (масса/объем) трихлоруксусную кислоту (100 мкл) и 10-мин центрифугировали при 3000 об/мин. После этого экстрагировали надосадочную жидкость (400 мкл) и равномерно перемешивали ее с О. 1 процент (масса/объем) FeCl3 (100 мкл) и деионизированная вода (400 мкл). Fe4[Fe(CN)6]3 был получен при10-мин реакции этой смеси в темноте. Впоследствии более высокое оптическое поглощение (измеренное при 700 нм) указывало на более высокую восстановительную способность. Стандартный витамин С использовали для определения содержания эквивалента витамина С (VCE) на грамм RPH.

3.3.6. Способность поглощать радикалы кислорода (ORAC)

В этом исследовании ORAC был получен путем модификации ранее описанного метода [65]. После растворения образца RPH в дистиллированной воде раствор RPH (50 мкл) смешивали с флуоресцеином (10 мкМ) в 96-луночном микротитрационном планшете. Раствор подвергали 15-мин инкубации при 37 ◦C с последующим добавлением 50 мкл AAPH (500 мМ). Каждые 5 мин и в общей сложности 120 мин регистрировали флуоресценцию (λex и λem=485 и 528 нм соответственно). ). При расчете RPH ORAC стандартом было 15–250 мкМ Trolox. ORAC указывается в микромолях эквивалента Trolox (TE) на грамм сухого образца RPH (мкмоль TE/г RPH).

3.4. Ингибирующая активность гиалуронидазы

Тест на ингибирование гиалуронидазы проводили с использованием микропланшета с {{0}}лунками и ранее описанным методом с небольшими модификациями [40]. N-ацетилглюкозамин высвобождается в результате реакции гиалуронидазы с субстратом ГК. В присутствии любого ингибитора высвобождение N-ацетилглюкозамина снижалось, причем это высвобождение определяли по поглощению 600- нм. ГК осаждали кислым раствором альбумина, состоящим из 0,1 М ацетатного буфера (pH 3,9) и альбумина бычьей сыворотки (1 мг/мл). Раствор образца и 5 мг/мл гиалуронидазы подвергали инкубации 20-мин при 37 ◦C. Затем к смеси для инкубации добавляли ГК (1{{2{0}}0 мкл; 5,0 мг/мл в 0,1 М ацетатном буфере). Далее проводили инкубацию при 37 ◦С в течение 40 мин. Добавляли 0,1 мл 0,4 М раствора щелочного бората для остановки ферментативной реакции.

3.5. Тирозиназо-ингибирующая активность

В настоящем исследовании оценивалась антитирозиназная активность RPH с использованием ранее опубликованного протокола с модификациями [66]. Раствор фермента (135 ЕД/мл) готовили растворением тирозиназы в 20 мМ фосфатном буфере (рН 6,8). Кроме того, для приготовления раствора 1,25 мМ L-DOPA использовали деионизированную воду. Затем 40 мкл различных концентраций растворов образцов RPH смешивали с 40 мкл раствора тирозиназы и 120 мкл раствора L-ДОФА. В течение 30 мин эту смесь выдерживали при 37 ◦C в тесте на ингибирование РФПтирозиназаМероприятия. Спектрофотометр (FLUOstar Omega MicroplateReader, BMG Labtech GmbH, Германия) использовали для получения оптической плотности 475- нм. Все измерения проводили трижды. Поглощение соответствующей группы притирозиназане было вычтено. Скорость ингибирования фермента определяли как

3.6. Характеристика RPH

3.6.1. Профили аминокислот

Это исследование открыло аминокислотный состав RPH. Сначала в течение 24 ч при температуре 115 ◦C для гидролиза образцов в вакуумированных герметичных пробирках использовали 4 М метансульфоновую кислоту. Две системы подачи растворителя Waters 510 и анализатор аминокислот (L 8900; Hitachi, Токио, Япония) использовали для разделения дериватизированных аминокислот на колонке Spherisorb ODS2 размером 25 мкм. × 64,6 мм. В этом исследовании использовались следующие растворители: (а) ацетат натрия (0,14 М) и триэтиламин (850 мкл/л; рН 5,6) и (б) 60-процентный ацетонитрил, для которого градиент составлял 0 процентов в течение 2 минут; 0–42% в течение 15,5 мин (выпуклая кривая) и 100% в течение 4 мин. Дублирующие образцы были взяты для измерения профилей аминокислот при 254 нм [67,68].

3.6.2. Молекулярная масса (MW) белка

В соответствии с методом Шеггера [69] и в восстанавливающих условиях в этом исследовании было получено распределение молекулярных масс с помощью электрофореза трицин-додецилсульфат натрия (ДСН)-полиакриламидгель (ПААГ) с небольшими модификациями. Буфер образца (30 г/л SDS, 0.375 MTris-HCl, 0.125 г/л Coomassie Brilliant Blue G-250 и 75 г/л L-глицерин (рН 7) использовали для диспергирования лиофилизированного образца с последующим центрифугированием перед загрузкой. Всего к 1 мл образца трицин-SDS-PAGE добавляли 20 мкл 2-меркаптоэтанола. Образец нагревали при 100 ◦C в течение 90 с. В лунку для образца загружали каждый образец и стандарт широкого диапазона неокрашенных белков (Bio-Rad Laboratories, Германия) с помощью микрошприца. Затем проводили электрофорез - сначала при постоянном напряжении 30 мВ до тех пор, пока весь образец не содержался в концентрирующем геле, а затем до завершения при постоянном напряжении 100 мВ. Затем для окрашивания геля применяли 0,02-процентный раствор кумасси бриллиантового синего R-250. Абсолютное фоновое обесцвечивание гелей выполняли встряхиванием гелей в 10% уксусной кислоте в течение ночи. Наконец, изображение геля анализировали для идентификации белковых полос на дорожках; этот анализ был выполнен в ImageJ (USNational Institutes of Health, Bethesda, MD, USA). Использовали стандартные маркеры для получения калибровочной кривой, по которой оценивали MW. Вкратце, первым этапом было определение длины миграции каждой полосы (Rf) от верхней части разделяющего геля. Вторым этапом был расчет калибровочной кривой с использованием Rf и log (MW) для стандартного маркера с заданной MW. Определение молекулярной массы проводили с использованием Rf белковых полос в RPH.

3.7. Анализ цитотоксичности

Необработанные клетки 264.7 культивировали в среде Игла, модифицированной Дульбекко (DMEM) с высоким содержанием глюкозы, содержащей 10% фетальной телячьей сыворотки (FBS), 4,5 г/л глюкозы, 1% раствор антибиотика (100 единиц/л). мл пенициллина и 100 мкг/мл стрептомицина), 4 мМ L-глутамина и 1,5 г/л бикарбоната натрия при 37 ◦C и 5 процентах CO2. Клеточная токсичность сырых клеток 264.7 для RPHs измерялась с помощью метода анализа пролиферации 3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5-дифенил-тетразолия бромида (МТТ). . Около 1 × 104 клеток на лунку высевали в 96-луночные планшеты. Через 24 ч в клетки добавляли RPH в различных концентрациях (0–2000 мкг/мл). Через 24 и 48 ч инкубации добавляли 100 мкл раствора МТТ (0,5 мг/мл). При проверке под микроскопом наблюдали голубые кристаллы формазана. DMEM удаляли и добавляли по 100 мкл диметилсульфоксида (ДМСО) на лунку. Поглощение измеряли с помощью ридера для микротитровальных планшетов. Жизнеспособность клеток (в процентах) затем рассчитывали как [A570 (обработанные клетки) - A570 (фон)] / [A570 (необработанные клетки) - A570 (фон)] × 100 процентов [70].

3.8. Статистический анализ

Отчет для каждого образца гидролизата представлял собой среднее значение из трех независимых повторных экспериментов и определений. Результаты, выраженные в виде среднего значения ± стандартное отклонение (SD), были проанализированы с помощью однофакторного дисперсионного анализа и апостериорного теста Дункана с использованием системы статистического анализа (версия 20.0; SPSS, Армонк, штат Нью-Йорк, США). Значения p < 0,05="" считались="" статистически="">

4. Выводы

В этом исследовании изучались функции RPH. Экспериментальные результаты показали, что RPH содержат фенольные соединения и флавоноиды и проявляют ряд антиоксидантных свойств, таких как активность по удалению DPPH и ABTS, восстановительная способность и ORAC. Кроме того, RPH эффективно ингибируюттирозиназаи активность гиалуронидазы. Протеаза была критическим фактором, влияющим на структуру молекулярных масс RPH. Анализ RPH указывает на их потенциал для использования в качестве ингредиента в косметике.

бодибилдинг

использованная литература

1. Ичихаси, М.; Андо, Х .; Йошида, М .; Ники, Ю.; Мацуи М. Фотостарение кожи. Антивозрастная Мед. 2009, 6, 46–59. [Перекрестная ссылка]

2. Ким, Дж.-С.; Ким, Д .; Ким, Х.-Дж.; Джанг, А. Защитный эффект гидролизата желатина из ослиной шкуры на фотостарение фибробластов кожи человека, вызванное УФ-излучением. Процесс. Биохим. 2018, 67, 118–126. [Перекрестная ссылка]

3. Карочо, М.; Ferreira, IC Обзор антиоксидантов, прооксидантов и связанных с ними противоречий: природные и синтетические соединения, методологии скрининга и анализа и перспективы на будущее. Пищевая хим. Токсикол. 2013, 51, 15–25. [Перекрестная ссылка]

4. Го, X.; Чжан, Дж.; Май.; Тиан, С. Оптимизация ограниченного гидролиза белков в остатках риса и характеристика функциональных свойств продуктов. J. Food Proc. Сохранить 2013, 37, 245–253. [Перекрестная ссылка]

5. Парк, Х.-Ю.; Ли, К.-В.; Чой, Х.-Д. Компоненты рисовых отрубей: иммуномодулирующая и терапевтическая активность. Функц. питания 2017, 8 935–943. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

6. Чжоу, К.; Каннинг, К.; Сан, С. Влияние гидролизатов рисового белка, приготовленных микробными протеазами и ультрафильтрацией, на свободные радикалы и окисление липидов мяса. ЛВТ 2013, 50, 331–335. [Перекрестная ссылка]

7. Пиу, Л.Д.; Тассони, А .; Серразанетти, Д.И.; Ферри, М.; Бабини, Э .; Тальязукки, Д .; Джанотти, А. Использование жидких побочных продуктов крахмальной промышленности для производства биологически активных пептидов из гидролизованных белков риса. Пищевая хим. 2014, 155, 199–206. [Перекрестная ссылка]

8. Ферри, М.; Грэн-Хидфельд, Дж.; Брец, К.; Гийон, Ф.; Мишелини, Э .; Калабретта, М.М.; Ламборджини, М .; Груарин, Н .; Рода, А.; Крафт, А.; и другие. Пептидные фракции, полученные из побочных продуктов риса с помощью экологически безопасного процесса, демонстрируют биоактивность, связанную со здоровьем in vitro. PLOS ONE 2017, 12, e0170954. [Перекрестная ссылка]

9. Вэнь, К.; Чжан, Дж.; Чжан, Х .; Дуан, Ю .; Ма, Х. Антиоксидантные пептиды, полученные из растительных белков: выделение, идентификация, механизм действия и применение в пищевых системах: обзор. Тенденции Food Sci. Технол. 2020, 105, 308–322. [Перекрестная ссылка]

10. Фелан, М.; Ахерн, А .; Фитцджеральд, Р. Дж.; О'Брайен, Н. М. Биоактивные пептиды, полученные из казеина: биологические эффекты, промышленное использование, аспекты безопасности и нормативный статус. Междунар. Dairy J. 2009, 19, 643–654. [Перекрестная ссылка]

11. Уденигве, CC; Aluko, RE Биологически активные пептиды, полученные из пищевых белков: производство, переработка и потенциальная польза для здоровья. Дж. Пищевая наука. 2012, 77, 11–24. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

12. Фарде, А.; Рок, Э. Антиоксидантный потенциал молока, йогуртов, кисломолочных продуктов и сыров in vitro и in vivo: описательный обзор доказательств. Нутр. рез. 2018, 31, 52–70. [Перекрестная ссылка]

13. Лич, Дж. Б.; Кэтрин, AB; Чарльз, WPJ; Кристин, Э.С. Фотосшитые гидрогели гиалуроновой кислоты: натуральные биоразлагаемые инженерные каркасы тканей. Биотехнолог. биоинж. 2003, 82, 578–589. [Перекрестная ссылка]

14. Джегасоти, С.М.; Заболотная, В.; Bielfeldt, S. Эффективность новой нано-гиалуроновой кислоты для местного применения у людей. Дж. Клин. Эстет.Дерматол. 2014, 7, 27–29.

15. Ндлову, Г.; Фуше, Г.; Целанян, М .; Кордье, В.; Стенкамп, В. Определение in vitro омолаживающего потенциала четырех южноафриканских лекарственных растений. Дополнение БМК. Альтерн. Мед. 2013, 13, 304. [Перекрестная ссылка]

16. Джиратчаямаэтасакул, К.; Дин, Ю .; Хван, О .; Им, С.-Т.; Джанг, Ю .; Мён, Ю.-В.; Ли, Дж. М.; Ким, Х.-С.; Ко, С.-К.; Lee, S.-H. In vitro скрининг ингибирующей и антиоксидантной активности эластазы, коллагеназы, гиалуронидазы и тирозиназы 22 экстрактов галофитовых растений для новых космецевтиков. Рыбы. Аква. науч. 2020, 23, 1–9. [Перекрестная ссылка]

17. Кан, М.; Парк, С.-Х.; О, SW; Ли, SE; Ю, Дж. А.; Нхо, ЮХ; Ли, С.; Хан, бакалавр наук; Чо, JY; Lee, J. Антимеланогенные эффекты резорцина опосредованы подавлением передачи сигналов цАМФ и активацией передачи сигналов p38 MAPK. Бионауч. Биотехнолог. Биохим.2018, 82, 1188–1196. [Перекрестная ссылка]

18. Чататикун М.; Ямаути, Т .; Ямасаки, К.; Айба, С.; Chiabchalard, A. Антимеланогенный эффект листьев Croton roxburghii и Crotonsublyratus в клетках B16F10, стимулированных MSH. Дж. Традит. Дополнение. Мед. 2019, 9, 66–72. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

19. Риццелло, К.Г.; Нионелли, Л.; Кода, Р.; Гоббетти, М. Синтез пептида лунасина для профилактики рака молочнокислыми бактериями во время ферментации закваски. Нутр. Рак 2012, 64, 111–120. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

20. Риццелло, К.Г.; Тальязукки, Д .; Бабини, Э .; Рутелла, Г.С.; Саа, ДЛТ; Джанотти, А. Биоактивные пептиды из растительных пищевых матриц: тенденции исследований и новые биотехнологии для синтеза и восстановления. Дж. Функц. Еда 2016, 27, 549–569. [Перекрестная ссылка]

21. Коскуэта, ER; Кампос, Д.А.; Осорио, Х .; Нерли, Б.Б.; Пинтадо, М. Ферментативный гидролиз соевого белка: инструмент для производства биофункциональных пищевых ингредиентов. Пищевая хим. X 2019, 1, 100006. [Перекрестная ссылка]

22. Айдемир, Л.Я.; Йеменичиоглу, А. Являются ли связанные с белком фенольные антиоксиданты в бобовых невидимой частью айсберга? Дж. Плант. Биохим.Физиол. 2013, 1, 1–3. [Перекрестная ссылка]

23. Хуан, С.Х.; Нг, Л.Т. Количественная оценка содержания полифенолов и биологически активных компонентов в некоторых коммерческих сортах риса на Тайване. J. Пищевые композиции. Анальный. 2012, 26, 122–127. [Перекрестная ссылка]

24. Ёситоми, К.; Танигучи, С .; Танака, К.; Удзи, Ю.; Акимицу, К .; Гоми, К. Терпенсинтаза 24 риса (OsTPS24) кодирует монотерпенсинтазу, чувствительную к жасмонату, которая продуцирует антибактериальный -терпинен против патогенов риса. Дж. Плант. Физиол. 2016, 191, 120–126. [Перекрестная ссылка]

25. Камолсукёнён, В.; Сухакет, В .; Пития, К.; Торнгхэм, П.; Махатиранонт, С.; Туджинда, Т .; Ванавичит, А. РайсСесквитерпен играет важную роль в антиксенозе против бурой цикадки в рисе. Растения 2021, 10, 1049. [CrossRef][PubMed]

26. Лю, Ю.; Ван, З .; Ли, Х .; Лян, М.; Ян, Л. Антиоксидантная активность рисового белка in vitro, на которую влияет щелочная среда и пищеварение протеазами желудочно-кишечного тракта. J. Sci. Фуд Агрик. 2016, 96, 4940–4950. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

27. Фонтай, С.; Д'Амико, С .; Шенлехнер Р.; Хомтаворнчу, В .; Rawdkuen, S. Фракционирование и антиоксидантные свойства белковых гидролизатов рисовых отрубей, стимулированные пищеварением в желудочно-кишечном тракте in vitro. Пищевая хим. 2018, 240, 156–164. [Перекрестная ссылка][PubMed]

28. Хуанг, С.-Л.; Ван, В.-Х.; Чжун, X.-Y.; Лин, К.-Т.; Лин, В.-С.; Чанг, М.-Ю.; Лин, Ю.-С. Антиоксидантные свойства Jatropha curcas L. Экстракты скорлупы и ядра семян. заявл. науч. 2020, 10, 3279. [Перекрестная ссылка]

29. Лин Ю.-С.; Лин, В.-С.; Тунг, Дж.-В.; Ченг, Ю.-К.; Чанг, М.-Ю.; Чен, С.-Ю.; Хуанг, С.-Л. Антиоксидантные свойства семян мармелада и мякоти кожуры. заявл. науч. 2020, 10, 6007. [Перекрестная ссылка]

30. Шахи З.; Сайед-Аланги, С.З.; Наджафян, Л. Влияние типа фермента и времени процесса на степень гидролиза, полосы электрофореза и антиоксидантные свойства гидролизованных белков, полученных из обезжиренного Bunium persicum Bioss. прессовый пирог. Гелион 2020, 6,e03365. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

31. Се, Х.; Хуанг, Дж.; Ву, МВт; Ху, Дж.; Сюн, Х .; Чжао, К. Влияние дезактивации ферментов холодом и теплом на структурные и функциональные свойства белковых гидролизатов рисовой муки. Пищевая хим. 2021, 345, 128784. [Перекрестная ссылка]

32. Рани, С.; Пуджа, К.; Пал, Г.К. Исследование гидролизатов и пептидов рисового белка с особым упором на антиоксидантный потенциал: расчетные подходы к определению биологической активности. Тенденции Food Sci. Технол. 2018, 80, 61–70. [Перекрестная ссылка]

33. Бисби, Р. Х.; Брук, Р.; Наваратнам, С. Влияние потенциала антиоксидантного окисления на способность поглощать радикалы кислорода (ORAC). Пищевая хим. 2008, 108, 1002–1007. [Перекрестная ссылка]

34. Элиас, Р.Дж.; Келлерби, СС; Декер Э. Антиоксидантная активность белков и пептидов. крит. Преподобный Food Sci. Нутр. 2008, 48, 430–441. [CrossRef] [PubMed]

35. Майн Ю.; Ли-Чан, Э .; Цзян, Б. (ред.) Биоактивные белки и пептиды как функциональные продукты питания и нутрицевтики; Wiley-Blackwell: Хобокен, Нью-Джерси, США, 2010 г.; стр. 29–42.

36. Адебии, А. П.; Адебии, АО; Ямасита, Дж.; Огава, Т .; Мурамото, К. Очистка и характеристика антиоксидантных пептидов, полученных из белковых гидролизатов рисовых отрубей. Евро. Еда Рез. Технол. 2008, 228, 553–563. [Перекрестная ссылка]

37. Тамнаратхип, П.; Джангчуд, К .; Нитисинпрасерт, С.; Вардханабхути, Б. Определение молекулярной массы пептида гидролизата рисовых отрубей с высокой антиоксидантной активностью. Дж. Зерновые науки. 2016, 69, 329–335. [Перекрестная ссылка]

38. Тасиас-Паскачо, В.Г.; Мореллон-Стерлинг, Р.; Сиар, Э.-Х.; Тавано, О .; Беренгер-Мурсия, А.; Фернандес-Лафуэнте, Р. Использование алкалазы в производстве биоактивных пептидов: обзор. Междунар. Дж. Биол. макромол. 2020, 165, 2143–2196. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

39. Саррингкарин, В.; Лаокулдилок Т. Оптимизация условий производства белкового гидролизата клейких рисовых отрубей с антиоксидантными свойствами. CMU J. Nat. науч. 2017, 16, 1–18. [Перекрестная ссылка]

40. Чжан, В.; Тонг, X .; Ци, Б.; Ван, З .; Ли, Ю .; Суй, Х .; Цзян, Л. Изменения антиоксидантной активности гидролизата сои, гидролизованного алкалазой, при моделировании желудочно-кишечного пищеварения и трансэпителиального транспорта. Дж. Функц. Продукты питания 2018, 42, 298–305. [Перекрестная ссылка]

41. Ту, ПТБ; Тавата, С. Антиоксидантные, антивозрастные и антимеланогенные свойства эфирных масел двух разновидностей Alpinia zerumbet. Молекулы 2015, 20, 16723–16740. [Перекрестная ссылка]

42. Нисида, Ю.; Сугахара, С .; Вада, К.; Тойохиса, Д.; Танака, Т .; Оно, М .; Ясуда С. Ингибирующее действие экстракта этилацетата из луковиц Scilla scilloides на активность липоксигеназы и гиалуронидазы. фарм. биол. 2014, 52, 1351–1357. [Перекрестная ссылка]

43. Чен, Х.-Дж.; Дай, Ф.-Дж.; Вентилятор, С.-Л.; Хуан, Ю.-К.; Чау, К.-Ф.; Лин, Ю.-С.; Чен, К.-С. Кинетика ингибирования гиалуронидазы гидролизатом белка риса (Oryza sativa L.). заявл. науч. 2020, 10, 9087. [Перекрестная ссылка]

44. Гириш, К.; Kemparaju, K. Волшебный клей гиалуроновой кислоты и ее гиалуронидаза-ластик: биологический обзор. Жизнь наук. 2007, 80, 1921–1943. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

45. Золгадри, С.; Бахрами, А .; Хан, МТХ; Муньос-Муньос, Дж.; Гарсия-Молина, Ф.; Гарсия-Кановас, Ф.; Saboury, AA Всесторонний обзор ингибиторов тирозиназы. Дж. Энзим. Ингиб. Мед. хим. 2019, 34, 279–309. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

46. ​​Со, Э.Дж.; Хонг, Э.С.; Чой, МХ; Ким, К.С.; Ли, С.Дж. Антиоксидантное и отбеливающее действие экстрактов Rhamnus yoshinoi. КорейскийJ. Пищевая наука. Технол. 2010, 42, 750–754.

47. Очиай, А.; Танака, С .; Танака, Т .; Танигути, М. Белок рисовых отрубей как мощный источник антимеланогенных пептидов с активностью, ингибирующей тирозиназу. Дж. Нат. Произв. 2016, 79, 2545–2551. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

48. Кубгломсонг, С.; Теракулкаит, К.; Рид, Р.Л.; Ян, Л .; Майер, CS; Стивенс, Дж. Ф. Выделение и идентификация ингибирующих тирозиназу и хелатирующих медь пептидов из гидролизованного альбумина, полученного из рисовых отрубей. Дж. Агрик. Пищевая хим. 2018, 66, 8346–8354. [Перекрестная ссылка]

49. Щуринк, М.; ван Беркель, WJ; Уичерс, Х .; Boeriu, CG Новые пептиды с ингибирующей активностью тирозиназы. Пептиды 2007, 28, 485–495. [Перекрестная ссылка]

50. Исикава, М .; Кавасэ, И.; Исии, Ф. Комбинация аминокислот уменьшает пигментацию в клетках меланомы B16F0. биол. Фарм.Бык. 2007, 30, 677–681. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

51. Чжан Р.; Вэй, Ю .; Ли, М.; Кай, М .; Гу, Р .; Май.; Чен, Л.; Ван, Дж. Эффекты меланогенеза гидролизата рисового белка и его характерных пептидов Leu-Leu-Lys, Leu-Pro-Lys и pyroGlu-Lys на клетках эпидермальных меланоцитов человека, индуцированных УФ-В. FoodFunct. 2020, 11, 8757–8767. [Перекрестная ссылка]

52. Ван Ю.; Кай, Д.; Он, М.; Ван, З .; Цинь, П .; Тан, Т. Открытое ферментативное производство l-молочной кислоты с использованием отрубей белого риса путем одновременного осахаривания и ферментации. Биоресурс. Технол. 2015, 198, 664–672. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

53. Пан, М.; Цзян, Т.С.; Пан, Дж. Л. Антиоксидантная активность гидролизатов белка рапса. Пищевой биопроцесс. Технол. 2009, 4, 1144–1152. [Перекрестная ссылка]

54. Чен, Х.М.; Мурамото, К.; Ямаути, Ф .; Нокихара, К. Антиоксидантная активность сконструированных пептидов на основе антиоксидантного пептида, выделенного из гидролизата соевого белка. Дж. Агрик. Пищевая хим. 1996, 44, 2619–2623. [Перекрестная ссылка]

55. Лю, В.; Конг, Б.; Сюн, Ю.Л.; Xia, X. Антиоксидантная активность и функциональные свойства гидролизата белков плазмы свиней в зависимости от степени гидролиза. Пищевая хим. 2010, 118, 403–410. [Перекрестная ссылка]

56. Лемес, А.; Сала, Л.; Руды, Джойнт; Брага, АРК; Эгеа, МБ; Фернандес, К.Ф. Обзор последних достижений в области зашифрованных биоактивных пептидов из отходов, богатых белком. Междунар. Дж. Мол. науч. 2016, 17, 950. [CrossRef] [PubMed]

57. Ван, Дж.-С.; Чжао, М.-М.; Чжао, Q.-Z.; Цзян, Ю.-М. Антиоксидантные свойства папаиновых гидролизатов пшеничной клейковины в различных системах окисления. Пищевая хим. 2007, 101, 1658–1663. [Перекрестная ссылка]

58. Гао, М.-Т.; Канеко, М .; Хирата, М.; Торисака, Э.; Хано, Т. Использование рисовых отрубей в качестве источника питательных веществ для ферментативного производства молочной кислоты. Биоресурс. Технол. 2008, 99, 3659–3664. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

59. Хуанг, Вайоминг; Лин, Ю.Р.; Хо, РФ; Лю, HY; Лин Ю.С. Влияние водных растворов на экстрагирование листьев зеленого чая. науч. World J. 2013, 2013, 368350. [CrossRef]

60. Уотони, Н.; Шань, CY; Шан, Вайоминг; Ростинавати, Т .; Индради, РБ; Пративи, Р .; Мухтариди, М. Характеристика и антиоксидантная активность пектина из кожуры индонезийского мангостина (Garcinia mangostana L.). Гелион 2019, 5, e02299. [Перекрестная ссылка]

61. Цай, К.-К.; Чан, К.-Ф.; Хуанг, В.-Ю.; Лин, Дж.-С.; Чан, П.; Лю, Х.-Ю.; Лин, Ю.-С. Применение супернатанта Lactobacillus rhamnosus SpentCulture в косметических средствах для антиоксидантной защиты, отбеливания и удержания влаги. Молекулы 2013, 18, 14161–14171. [CrossRef]

62. Хуанг, В.-Ю.; Ли, ПК; Хсу, Дж.-К.; Лин, Ю.-Р.; Чен, Х.-Дж.; Лин, Ю.-С. Влияние качества воды на растворение порошков экстракта мате. науч. World J. 2014, 2014, 1–6. [Перекрестная ссылка] [PubMed]

63. Чан, К.-Ф.; Ву, К.-Т.; Хуанг, В.-Ю.; Лин, В.-С.; Ву, Х.-В.; Хуанг, Т.-К.; Чанг, М.-Ю.; Лин, Ю.-С. Антиоксидантное действие и ингибирование меланогенеза различными экстрактами Dendrobium tosaense. Молекулы 2018, 23, 1810. [CrossRef] [PubMed] 64. Ву, К.-Т.; Агравал, округ Колумбия; Хуанг, В.-Ю.; Хсу, Х.-К.; Ян, С.-Дж.; Хуанг, С.-Л.; Лин, Ю.-С. Функциональный анализ отработанных экстрактов кофейной гущи, полученных гидротермальным методом. Дж. Хим. 2019, 2019, 1–8. [Перекрестная ссылка]

65. Дорта, Э.; Родригес-Родригес, Э.М.; Хименес-Кесада, А.; Фуэнтес-Лемус, Э.; Спейский, Х .; Лисси, Э.; Лопес-Аларкон, К. Использование анализа способности поглощения радикалов кислорода (ORAC) для прогнозирования способности побочных продуктов манго (Mangifera indica L.) ингибировать окисление белков мяса. Анал с едой. Методы 2016, 10, 330–338. [Перекрестная ссылка]

66. Лин Ю.-С.; Чен, Х.-Дж.; Хуанг, Дж.-П.; Ли, ПК; Цай, К.-Р.; Хсу, Т.-Ф.; Хуанг, В.-Ю. Кинетика активности ингибирования тирозиназы с использованием экстрактов листьев Vitis vinifera. Биомед Рез. Междунар. 2017, 2017, 5232680. [CrossRef] [PubMed]

67. Бидлингмейер, Б.А.; Коэн, ЮАР; Тарвин, Т.Л. Экспресс-анализ аминокислот с использованием предколоночной дериватизации. Ж. Хроматогр. Биомед. науч. заявл. 1984, 336, 93–104. [Перекрестная ссылка]

68. Асаи, ТТ; Ойкава, Ф .; Йошикава, К.; Иноуэ, Н .; Сато, К. Коллагеновые пептиды, полученные из пищевых продуктов, пролил-гидроксипролин (Pro-Hyp) и гидроксипролил-глицин (Hyp-Gly) усиливают рост первичных культивируемых фибробластов кожи мыши с использованием эмбриональной бычьей сыворотки, не содержащей гидроксипролилпептида. Междунар. Дж. Мол. науч. 2019, 21, 229. [Перекрестная ссылка]

69. Schägger, H. Tricine-SDS-PAGE. Нац. протокол 2006, 1, 16–22. [Перекрестная ссылка]

70. Диао, Дж.; Чи, З .; Го, З .; Чжан, Л. Гидролизат белка бобов мунг модулирует иммунный ответ через путь NF-kB в стимулированных липополисахаридами макрофагах RAW 264.7. Дж. Пищевая наука. 2019, 84, 2652–2657.[Перекрестная ссылка]