Приглашенный обзор: важность молозива у новорожденного молочного теленка
Nov 13, 2023
АБСТРАКТНЫЙ
Крайне важно скармливать новорожденным телятам коровье материнское молозиво в первые часы их жизни. Молозиво — это секрет, который корова производит после инволюции молочных желез, богатый различными питательными веществами. Помимо питательной ценности для новорожденных телят, иммуноглобулины представляют интерес из-за их роли в развитии наивной иммунной системы телят при рождении. Процесс приобретения теленком иммунитета путем поглощения иммуноглобулинов определяется как пассивный иммунитет. Когда телята потребляют достаточное количество иммуноглобулинов, их классифицируют как имеющих успешный пассивный иммунитет (SPI). Напротив, если они лишены достаточного количества молозива, считается, что у них произошел сбой передачи пассивного иммунитета (FPI). Передачу пассивного иммунитета оценивают путем измерения концентрации IgG в сыворотке в возрасте от 24 до 48 часов. Основными факторами, влияющими на наличие у теленка SPI или FPI, являются концентрация IgG в молозиве, количество корма и возраст теленка при кормлении молозивом. Мониторинг очевидной эффективности абсорбции иммуноглобулина у телят часто рекомендуется для оценки общей практики управления молозивом. Анализы сывороточных IgG можно определять прямыми (радиальная иммунодиффузия) или непрямыми (рефрактометрия) методами и использовать для оценки распространенности SPI или FPI.
цистанхе трубчатой – улучшает иммунную систему
Кеслова:молозиво, иммуноглобулин, пассивный иммунитет, радиальная иммунодиффузия, рефрактометрия
ВВЕДЕНИЕ
Исследования пассивной передачи иммунитета начались между 1892 и 1893 годами с работы Пауля Эрлиха, который изучал, как материнские антитела передаются новорожденным животным. Эрлих был первым, кто различал активный и пассивный иммунитет (Silverstein, 1996). При рождении телята могут поглощать иммуноглобулины из материнского молозива через тонкий кишечник, но закрытие кишечной проницаемости для этих белков ускоряется, когда возраст теленка превышает 12 часов после рождения, и проницаемость полностью прекращается через 24 часа после родов (Stott et al., 1979b). . Это было подтверждено Бушем и Стейли (1980), которые заявили, что прекращение абсорбции IgG из эпителиальных клеток в кровоток увеличивается после 12 часов жизни с окончательным закрытием через 24 часа. Закрытие кишечника определяется как состояние, когда кишечник не способен поглощать макромолекулы и переносить их в кровоток (Leece and Morgan, 1962). Ранние исследования показали, что диета не влияет на закрытие кишечника (Patt, 1977), но Stott et al. (1979a) обсуждали, как кормление молозивом ускоряет прекращение кормления и что у телят, лишенных молозива, закрытие кишечника задерживается. Более того, Стотт и др. (1979b) объяснили, что кормление молозивом стимулирует пиноцитоз, который является средством транспорта иммуноглобулинов. После этого всасывание макромолекул начинает прекращаться, хотя транспорт в кровоток все еще активен. Кроме того, Стотт и др. (1979b) сообщили, что закрытие кишечника у телят является механизмом минимизации всасывания макромолекул после приема молозива. Точный механизм, контролирующий эту проницаемость, не ясен (Weaver et al., 2000); однако считается, что это закрытие кишечника является результатом истощения пиноцитотической активности или замены энтероцитов зрелыми эпителиальными клетками (Broughton and Lecce, 1970; Smeaton and SimpsonMorgan, 1985). Более того, было показано, что эффективность абсорбции снижается по мере увеличения времени между рождением и первым кормлением молозивом, что делает решающим момент времени предложения молозива новорожденному теленку (Bush and Staley, 1980). Совсем недавно Фишер и др. (2018) сообщили, что задержка кормления молозивом более чем через 6 часов после рождения снижает передачу IgG по сравнению с телятами, которых кормили сразу после рождения, подтверждая, что телят следует кормить сразу после рождения. Однако данные показывают, что телята способны усваивать IgG, если их лишать молозива на срок до 48 часов. В частности, когда молозиво впервые скармливали через 6, 12, 24, 36 и 48 часов после рождения, в плазме появлялось 65,8, 46,9, 11,5, 6,7 и 6,0% общего количества принятых IgG соответственно (Matte et al., 1982). ). Недавно Осака и др. (2014) сообщили, что телята, которых кормили в течение 1, 1–6, 6–12 и 12–18 часов после рождения, имеют очевидную эффективность всасывания (АЕА) значения 30,5, 27,4, 23,7 и 15,8% соответственно. Еще одним фактором, который, как было продемонстрировано, влияет на то, как созревает или закрывается тонкий кишечник, является IGF-1. Хотя его роль в созревании кишечника четко не охарактеризована (Pyo et al., 2020), известно, что IGF-1 присутствует в больших количествах в материнском молозиве и является одним из двух наиболее распространенных факторов роста, присутствующих в молозиве матери. молозиво вместе с IGF-2 на уровне от 50 до 2,000 мкг/л (Pakkanen and Aalto, 1997; Manila and Korhonen, 2002). Пьо и др. (2020) предположили, что прием молозива может влиять на развитие кишечника за счет повышения концентрации IGF-1 в сыворотке крови. Однако Пио и др. (2020) пришли к выводу, что кормление молозивом в течение 3 дней минимально увеличивает сывороточный IGF-1. Кроме того, Pyo et al. (2020) пришли к выводу, что увеличение концентрации IGF-1, скорее всего, связано с увеличением потребления энергии и питательных веществ из молозива, а не с развитием кишечника. Помимо времени, основными факторами, влияющими на абсорбцию иммуноглобулина из молозива, являются концентрация иммуноглобулина в молозиве, общий объем молозива, предложенный при первом кормлении (Stott and Fellah, 1983), и, таким образом, общее количество потребленных иммуноглобулинов в граммах, а также уровень бактерий в молозиве. (Гельсингер и др., 2015). Хотя научные исследования часто подчеркивают концентрацию IgG как один из основных элементов качества молозива (Godden et al., 2009a; Elsohaby et al., 2017; Heinrichs et al., 2020), бактериальную контаминацию следует учитывать как ее наличие. в молозиве потенциально оказывает негативное воздействие на новорожденных телят (Gelsinger et al., 2015). Термическая обработка молозива может улучшить абсорбцию IgG и увеличить концентрацию IgG в плазме на 18,4% (Gelsinger et al., 2014), являясь при этом отличным методом сокращения популяций бактерий в молозиве (Heinrichs et al., 2020). Тем не менее, следует учитывать, что термическая обработка должна строго контролироваться, поскольку ее продолжительность может повлиять на содержание белков с высоким и низким содержанием в молозиве крупного рогатого скота (Tacoma et al., 2017). Такома и др. (2017) отметили, что изменения в протеоме могут повлиять на развитие телят при снижении содержания биоактивных компонентов. Тем не менее, не было зарегистрировано никаких данных, показывающих негативные последствия для телят от кормления термически обработанным молозивом. Сообщалось, что нагревание молозива при температуре 60 градусов в течение 30 или 60 минут минимально снижает или не влияет на концентрацию IgG, уменьшает количество бактерий и не влияет на вязкость (Johnson et al., 2007; Elizondo-Salazar et al., 2010). .
Польза цистанхе для мужчин – укрепление иммунной системы
Когда телята не получают достаточного количества иммуноглобулина, их классифицируют как имеющих нарушение пассивного иммунитета (ИФП; Lombard et al., 2020), что подвергает их большему риску заболеваний в первые недели жизни (Renaud et al., 2018; Todd et al., 2018). Телята считаются больными FPI, если концентрация IgG в их сыворотке равна<10 mg/mL at 24 h of age (Besser et al., 1991; Furman Fratczak et al., 2011; Shivley et al., 2018). In contrast, they are considered to have successful passive immunity (СПИ; Lombard et al., 2020) when their serum IgG concentration is >10 mg/mL at 24 h (Weaver et al., 2000; Quigley, 2004; Godden, 2008). Recent studies have discussed that higher serum IgG thresholds to determine FPI should be evaluated. For example, Urie et al. (2018b) stated calves with serum IgG levels >15 mg/mL have reduced morbidity and mortality rates in comparison with the standard cutoff point of 10 mg/ mL IgG that is currently used. Similarly, Furman Fratczak et al. (2011) concluded that calves with serum IgG levels >15 mg/mL did not develop respiratory infections. Reports evaluating beef calves have recommended that serum IgG values of >24 and >27 мг/мл снижают заболеваемость и приводят к увеличению массы тела (Dewell et al., 2006; Waldner and Rosengren, 2009). Ломбард и др. (2020) недавно предложили использовать термин «передача пассивного иммунитета» (ТПИ) следует заменить более распространенный термин «пассивная передача», поскольку передаваемый иммунитет является пассивным, а не абсорбция иммуноглобулинов. Кроме того, Ломбард и др. (2020) представил новый стандарт TPI, который включает следующие 4 определенные категории сывороточных IgG: отличный, хороший, удовлетворительный и плохой с уровнями сывороточных IgG больше или равными 25. 0, от 18,0 до 24,9, от 10,0 до 17,9 и<10.0 mg/mL, respectively. They suggested that on a herd level, >40, 30, 20 и 10% телят должны иметь оценки TPI «отлично», «хорошо», «удовлетворительно» и «плохо» соответственно. Кормление молозивом является важным компонентом программ содержания телят (Godden, 2008). Однако, когда свежее материнское молозиво недоступно при рождении или оно плохого качества, у фермеров есть альтернатива использованию заменителей молозива (ЧР) or colostrum supplements (Lopez et al., 2020a). Colostrum products are considered replacement feeding when they provide >100 г IgG на дозу (McGuirk and Collins, 2004; Foster et al., 2006). Продукты молозива, содержащие<100 g of IgG per dose are considered supplements and are not a complete replacement for maternal colostrum feeding (Quigley et al., 2002). Colostrum replacers should not replace high-quality maternal colostrum feeding but have been determined to provide a valid alternative for immunoglobulins with no negative effect on calf performance (Lago et al., 2018). In contrast, colostrum supplements do not contain sufficient IgG to replace maternal colostrum and are formulated to be given in conjunction with colostrum to enhance IgG concentration (Quigley, 2004; Jones and Heinrichs, 2006).
цистанхе трубчатой – улучшает иммунную систему
Нажмите здесь, чтобы просмотреть продукты Cistanche Enhance Immunity
【Запросить дополнительную информацию】 Электронная почта:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692
ВАЖНОСТЬ МОЛОЗИЦА
Питание
Новорожденным телятам требуется высококачественное молозиво, если они хотят усвоить достаточное количество иммуноглобулинов для достижения успешного TPI (Morin et al., 2021a,b). Молозиво – это первый секрет, который корова производит после инволюции молочной железы. Молозиво крупного рогатого скота вырабатывается и накапливается на поздних сроках беременности в ходе процесса, называемого колострогенезом (Baumrucker and Bruckmaier, 2014). Сообщалось, что образование молозива начинается за 3–4 недели до отела и резко прекращается перед родами (Brandon et al., 1971). Тем не менее, точное время образования молозива у отдельных коров неизвестно, что может частично объяснить большие различия, наблюдаемые в качестве молозива (Kehoe et al., 2007; Baumrucker et al., 2010). Молозиво в основном состоит из иммуноглобулинов, которые обеспечивают иммунитет теленка в первые недели жизни. Кроме того, это первый источник питательных веществ для теленка при рождении, который способствует защите кишечника от патогенов (Foley and Otterby, 1978; Davis and Drackley, 1998; Calloway et al., 2002). Молозиво является концентрированным источником питательных веществ, в котором в 1,85 раза больше СВ, в 4,52 раза больше белка, в 1,68 раза больше жира, а также более высокие концентрации минералов и витаминов, чем в цельном молоке (Foley and Otterby, 1978). Помимо лактозы, бычье молозиво также содержит небольшое количество некоторых других сахаров (например, глюкозы, фруктозы, глюкозамина и галактозамина) и олигосахаридов (Gopal and Gill, 2000). Молозиво является источником энергии для телят в первые часы жизни, поскольку они рождаются с ограниченными запасами энергии (Morrill et al., 2012). Только 3% массы тела новорожденного теленка составляют липиды, и они преимущественно структурные, что ограничивает их доступность для метаболизма теленка (Morrill et al., 2012). В результате телята зависят от липидов и лактозы, присутствующих в материнском молозиве, как источника энергии в первые часы жизни (Morrill et al., 2012). Молозиво также содержит углеводы, различные другие белки, факторы роста, ферменты, ингибиторы ферментов, нуклеотиды, нуклеозиды, цитокины и жиры. (МакГрат и др., 2016). Кроме того, в коровьем молозиве присутствуют важные витамины и минералы, включая кальций, магний, железо, марганец, цинк, витамин Е, витамин А, рибофлавин, каротин, витамин В12, фолиевую кислоту, холин и селен (Foley and Otterby, 1978). ; Хэммон и др., 2000). Жирорастворимые витамины считаются важным компонентом молозива; однако водорастворимые витамины не были исследованы в такой степени (Kehoe et al., 2007). Двумя основными соединениями витамина Е являются токоферолы и токотриенолы (Morrissey and Hill, 2009). Однако, хотя токоферолы могут проникать через плаценту и накапливаться у плода, новорожденные телята имеют низкие уровни токоферолов при рождении и для компенсации требуют приема молозива (Zanker et al., 2000). Известно, что добавление витаминов, таких как жирорастворимые витамины, в период сухостоя у самок увеличивает их концентрацию в молозиве (Weiss et al., 1990). В частности, Weiss et al. (1990) обнаружили, что прием витамина Е в течение примерно 60 дней повышает уровень альфа-токоферола в молозиве. Пэрриш и др. (1949) отметили, что добавление токоферола коровам повышало уровень витамина А в молозиве. Молозиво также содержит витамин D, который синтезируется коровами под воздействием УФ-излучения (Bulgari et al., 2013). Фишер-Тлустос и др. (2020) сообщили, что молозиво при первом доении и молоко в переходный период имеют повышенные концентрации некоторых олигосахаридов, включая 3'-сиалиллактозу и 6'-сиалиллактозу, по сравнению с молоком, и заявили, что они оказывают благотворное воздействие на теленка, например, защищают кишечник. слизистая оболочка, прилипая к ней бактерий (Martín et al., 2002). В целом, материнское молозиво содержит как питательные вещества, так и непитательные факторы, которые помогают иммунной системе стать активной, созреть кишечником и способствовать развитию органов (Hammon et al., 2020).
Компоненты молозива могут варьироваться в зависимости от таких факторов, как порода, помет, питание перед родами, продолжительность сухостойного периода, диета, возраст животного и предыдущее воздействие заболевания (Parrish et al., 1948; Tsioulpas et al., 2007; Mann et al., 2007; Mann et al., 1948). др., 2016). Кроме того, факторы окружающей среды и взаимодействие молочной железы с некоторыми патогенами могут повышать концентрацию иммунных факторов в молоке (Barrington et al., 1997; Stelwagen et al., 2009). Общенациональная оценка качества молозива на молочных фермах США, проведенная Morrill et al. (2012) поддержали Пэрриша и др. (1948) и Циулпас и др. (2007) относительно повышения концентрации IgG по мере увеличения помёта коровы (42,4, 68,6 и 95,9 мг/мл в первую, вторую и третью лактацию соответственно). Однако эта оценка пришла к выводу, что 60% материнского молозива на молочных фермах США было недостаточным, учитывая концентрацию IgG и общее количество бактерий в чашках (Morrill et al., 2012). Результаты Kehoe et al. (2007), Свон и др. (2007), Баумрукер и др. (2010) и Моррилл и др. (2012) сообщили о широком варьировании средних концентраций IgG и других компонентов в молозиве. Баумрукер и Брукмайер (2014) рассмотрели и подчеркнули крайние различия концентраций IgG в молозиве у разных коров. Сообщалось также, что такие компоненты, как жир, белок, лактоза и общее содержание сухих веществ, имеют значительные диапазоны (Kehoe et al., 2007; Morrill. et al., 2012). Жир может варьироваться от 1 до 26,5%, лактоза от 1,2 до 5,2%, белок от 2,6 до 22,6%, а общее количество сухих веществ от 1,7 до 43,3% (Kehoe et al., 2007; Morrill. et al., 2012). Более недавний обзор состава молозива, проведенный McGrath et al. (2016) включили такие компоненты, как факторы роста (т. е. эпидермальный фактор роста, IGF-1 и IGF-2), цитокины, минералы и pH, и обобщили, как эти компоненты изменяются в молозиве у по сравнению со зрелым молоком.
При рождении телята имеют незрелую иммунную систему, поскольку структура плаценты матери предотвращает передачу IgG из материнской сыворотки теленку (Davis and Drackley, 1998). У крупного рогатого скота имеется синдесмохориальная плацента с 3 материнскими и 3 плодными слоями, которые действуют как барьеры и препятствуют переносу иммуноглобулина (Blum and Baumrucker, 2008; Peter, 2013). В результате телята рождаются с дефицитом антител и зависят от приема молозива для приобретения иммуноглобулинов (Davis and Drackley, 1998; Calloway et al., 2002). Адекватное кормление молозивом определит, будет ли у новорожденного наблюдаться SPI или FPI. Сбой пассивного иммунитета связан с увеличением смертности и заболеваемости телят (Furman Fratczak et al., 2011; Urie et al., 2018b). Предыдущие отчеты показывают, что уровни смертности и заболеваемости в США составляют 7,8 и 38,5% (USDA, 2010), что выше рекомендуемых показателей смертности и заболеваемости в 5 и 25% (Ассоциация молочных телят и телок, 2010). Кроме того, Лора и др. (2018) сообщили, что низкие уровни FPI влияют на возникновение кишечных заболеваний. Лора и др. (2018) продемонстрировали более высокий риск заболеваемости ротавирусом и Cryptosporidium spp. инфекций, а также общей заболеваемости диареей у телят с ФПИ. Кроме того, было показано, что адекватное кормление молозивом может иметь положительный долгосрочный эффект на животное, поскольку иммуноглобулины, поступающие с молозивом, могут влиять на продуктивность и будущий рост (Denise et al., 1989). Было показано, что второй прием молозива через 5–6 часов после родов снижает уровень заболеваемости и улучшает качество ADG перед отъемом (Abuelo et al., 2021). Однако Каттанс и др. (2019) сообщили, что FPI не оказал влияния на продуктивность, включая производство молока, рост, воспроизводство и показатели лактации. Чтобы обеспечить высокие концентрации IgG, необходимо собрать молозиво при первом доении сразу после родов, поскольку качество молозива снижается при последующих доениях (Stott et al., 1981). Показано, что уровень IgG в собранном молозиве снижается при увеличении временного интервала между отелом и сбором молозива (Morin et al., 2010). В частности, молозиво имеет более высокие концентрации IgG, если его собрать в течение 2 часов после родов, поскольку концентрация его молозивного IgG значительно снижается при сборе через 6, 10 и 14 часов после отела (Moore et al., 2005). В ранних сообщениях говорилось, что для полной защиты новорожденных от патогенов требуется от 300 до 400 г иммуноглобулинов (Roy, 1980). Однако в настоящее время для достижения SPI телятам необходимо скармливать от 150 до 200 г IgG при рождении (Cigerwe et al., 2008), однако Godden et al. (2019) предлагают скармливать особям общей массой более 300 г. Даже если теленок достигает SPI в результате приема молозива, необходимо отметить, что иммунитет теленка будет зависеть не только от достижения SPI, но и от баланса между его иммунным статусом и воздействием патогенов в окружающей среде, включая содержание и питание.
цистанхе трубчатой – улучшает иммунную систему
ИММУНОГЛОБУЛИНЫ И ДРУГИЕ КОМПОНЕНТЫ МОЛОЗИВА
Перенос иммуноглобулинов из кровотока коровы в молозиво происходит посредством механизма внутриклеточного транспорта. Существуют эпителиальные рецепторы, облегчающие перенос IgG из крови в молочную железу (Ларсон и др., 1980). В целом, иммуноглобулины являются основными иммунными компонентами, присутствующими в молозиве крупного рогатого скота (Stelwagen et al., 2009). Преобладающий иммуноглобулин в молозиве, IgG1, захватывается из внеклеточной жидкости и транспортируется в секрет просвета (Larson et al., 1980). Общий процесс транспорта иммуноглобулинов начинается за 5 недель до родов и достигает своего пика за 1–3 дня до родов (Sasaki et al., 1976). Буш и др. (1971), а также Oyenyi и Hunter (1978) сообщили, что концентрация IgG в молозиве снижается при последовательных доениях после родов, в результате чего первое доение после родов является самым высоким по содержанию IgG. Снижение содержания IgG было показано Morin et al. (2010) составит 3,7% за каждый последующий час сбора молозива после родов. Тем не менее, поскольку IgG все еще можно обнаружить в более поздних послеродовых доениях (Stott et al., 1981), молозиво второго и третьего доения все еще может быть полезным для телят, если оно доступно. Например, Лопес и др. (2020a) сообщили об отсутствии FPI у телят, получавших молозиво второго и третьего доения с добавлением 40 г CR в качестве первого кормления. Бычье молозиво обычно содержит высокую концентрацию иммуноглобулинов, в частности IgG, а не других типов иммуноглобулинов. Класс IgG — это основной класс иммуноглобулинов, который передается через молозиво, в частности подкласс IgG1, как упоминалось ранее. Соотношение IgG1 и IgG2 в молозиве составляет около 7:1, молозиво также содержит IgA и IgM в меньших количествах (Butler et al., 1974). Кроме того, коровье молозиво содержит жизнеспособные лейкоциты (т.е. нейтрофилы и макрофаги), которые вносят вклад в долю иммунных компонентов молочных секреций. Концентрация бычьего IgG колеблется от 50 до 150 мг/мл, из которых примерно 85–95% составляют IgG, 7% — IgM и 5% — IgA (Butler, 1969; Sasaki et al., 1976; Larson et al., 1980). ). Об этом диапазоне также сообщалось в конкретных исследованиях, таких как Morin et al. (2010), где концентрации IgG варьировались от<10 to 120 g/L, and total masses produced ranged from 11 to 681 g. However, it must be appreciated that these percentages can vary greatly among cows. A study conducted by Newby et al. (1982) reported concentrations of IgG, IgA, and IgM of 75, 4.4, and 4.9 mg/mL, respectively. The mammary gland regulates the different immunoglobulin class concentrations in colostrum, although the mammary epithelium is generally not involved in their synthesis (Stelwagen et al., 2009). These immunoglobulins appear or can enter the colostrum via a paracellular route from intracellular tight junctions (Lacy-Hulbert et al., 1999), but the majority enter through a selective receptor-mediated intracellular route (Stelwagen et al., 2009). However, the mammary gland regulates the immunoglobulin concentrations present in colostrum and also contributes to immunoglobulin appearance by in situ production of its intramammary plasma cells (Stelwagen et al., 2009). The source of different immunoglobulins could be blood-derived or synthesized by intramammary plasma cells (Stelwagen et al., 2009). Overall, the main function of all these types of immunoglobulins is to detect the presence of pathogens present in the calf and eventually protect the animal against them. In general, immunoglobulins are monomeric glycoproteins with high molecular weight and composed of 4-chain molecules, with 2 light (short) and 2 heavy (long) polypeptide chains attached by disulfide bonds (Butler, 1969; Larson, 1992). The IgG class is the major immunoglobulin transferred via colostrum (85–90%). However, IgG1 represents 80 to 90% of total IgG (Butler et al., 1974; Sasaki et al., 1976, Larson et al., 1980). Immunoglobulin G is involved in various activities such as bacterial opsonization and binding to pathogens to inactivate them (Lilius and Marnila, 2001). Immunoglobulin G1 is the primary protein involved in the TPI (Butler, 1969; Butler et al., 1974). The role of IgM is to identify and destroy bacteria present in the calf's bloodstream; it functions as a mechanism to fight septicemia and is the principal agglutinating antibody. In addition, IgM has been identified to be the first immunoglobulin to appear in the B lymphocytes (Klein, 1982) and to play a role against mastitis when present in milk (Frenyo et al., 1987). The role of IgA is to prevent the attachment of pathogens and entrance into the intestine by protecting the mucosal membranes (Butler, 1969, 1983; Larson et al., 1980; Blättler et al., 2001; Răducan et al., 2013). Immunoglobulin E is also found in colostrum, though it is only known for its contribution to skin-sensitizing activity (Butler, 1983). In general, some reports mention that calves start producing their own antibodies, or endogenous production, at approximately 3 wk of age (Devery et al., 1979; Kertz et al., 2017). When determined by clearance of 125I-labeled IgG1, passively acquired IgG has an estimated half-life of 11.5 to 17.9 d (Besser, 1993; Besser et al., 1988; Sasaki et al., 1977). In addition, Murphy et al. (2014) reported that the half-life of IgG derived from maternal colostrum was longer than from CR. They reported that IgG from colostrum had a half-life of 28.5 d and IgG from CR had a half-life of 19.1 d. Nevertheless, Quigley et al. (2017) reported a higher half-life of 23.9 d for calves fed a CR that was followed by an increase until week 8. It has to be considered that Quigley et al. (2017) fed a high dose of total IgG, 450 g, which may have contributed to this higher half-life. This change in IgG level is due to normal catabolism the molecules experience (Matte et al., 1982). Macdougall and Mulligan (1969) mentioned that this catabolism rate is about 6% per day for the first 14 days of life of a newborn calf. Lopez et al. (2020b) fed either colostrum, CR, or a mixture and showed a linear decrease in IgG levels from initial levels at 24 h to nadir was 0.44 mg/mL per day for all treatments. Moreover, Quigley et al. (2017) discussed that the increase of IgG they observed from 4 wk until 8 wk could be associated with a higher IgG de novo synthesis rather than the decay of IgG derived from maternal concentrations. However, others report that endogenous production depends on IgG consumption. Husband and Lascelles (1975) and Pauletti et al. (2003) have discussed that calves that are not fed colostrum or any source of immunoglobulins experience earlier endogenous antibody production than colostrum-fed calves.
Hallberg et al. (1995) and Andrew (2001) described that colostrum has a higher SCC than regular milk. This increase in SCC is not due to mastitis infection or disease but a result of a physiological feature described as the passage of cells through gaps in the junctions of mammary epithelial cells (Nguyen and Neville, 1998). A study conducted by Ontsouka et al. (2003) demonstrated this SCC difference between colostrum and mature milk. The results reported a mean SCC for colostrum at d 2 of 1,479,000 ± 585,000 cells/mL compared with a mean SCC of mature milk (wk 4) of 41,000 ± 15,000 cells/mL. Bovine colostrum can also be a source of pathogens to a newborn calf, such as Escherichia coli, Salmonella spp., Mycoplasma spp., and Mycobacterium avium ssp. paratuberculosis (Houser et al., 2008). These pathogens originate from cow mammary gland infections, improper colostrum storage or handling, and incorrect colostrum harvest (Streeter et al., 1995; Stewart et al., 2005). Colostrum is considered to be of good quality when its IgG concentration is >50 мг/мл, количество бактерий<100,000 cfu/mL and coliform counts are <10,000 cfu/mL (McGuirk and Collins, 2004; Chigerwe et al., 2008).
Еще одним компонентом, который представляет интерес, являются концентрации ингибитора трипсина в молозиве крупного рогатого скота из-за его возможного вклада в ингибирование протеолитической деградации некоторых компонентов (Quigley et al., 2005a). Ингибитор трипсина, по-видимому, сохраняет активность и улучшает абсорбцию компонентов молозива (Hernández-Castellano et al., 2014). Однако следует учитывать, что, хотя термическая обработка молозива может быть полезной (Gelsinger et al., 2015; Saldana et al., 2019), она также снижает концентрации ингибиторов трипсина (Mann et al., 2020). Концентрация ингибиторов трипсина в молозиве после родов выше по сравнению со зрелым молоком и снижается примерно на сотую через 2 недели после родов (Sandholm and Honkanen-Buzalski, 1979). Куигли и др. (1995a) сообщили о концентрации ингибитора трипсина в молозиве матери 56 мг, что выражается в миллиграммах ингибированного трипсина на децилитр молозива. Они заявили, что присутствие ингибиторов трипсина коррелирует с общим количеством иммуноглобулинов (r=0,54), жира, общего N (r=0,70), белка N (r=0,70). ), неказеин N (r=0.64) и TS (r=0.66) в молозиве. Куигли и др. (1995a) пришли к выводу, что молозиво с более высоким содержанием иммуноглобулина имеет более высокое содержание ингибитора трипсина, и наоборот, молозиво низкого качества имеет меньшее содержание ингибитора трипсина, что может повлиять на TPI. Куигли и др. (1995b) обнаружили, что добавление 1 г соевого ингибитора трипсина к 1 л молозива, скармливаемого новорожденным телятам Джерси, увеличивает концентрацию IgG в сыворотке с 27,9 до 34,4 мг/мл. Помимо ингибиторов трипсина, другими компонентами, представляющими интерес, являются лактоферрин и трансферрин; которые представляют собой железосвязывающие белки (Jenness, 1982). Было обнаружено, что концентрации трансферрина и лактоферрина выше в молозиве при первом доении (1,07 и 0,83 мг/мл соответственно) по сравнению с последующими доениями, где концентрации практически незначительны примерно через 3 недели после родов (0,02 и 0,09 мг/мл). соответственно; Санчес и др., 1988). Считается, что одна из биологических функций этих компонентов связана с селекцией кишечной флоры новорожденного (Ribadeau-Dumas, 1983).
цистанхе трубчатой – улучшает иммунную систему
АБСОРБЦИЯ IgG У НОВОРОЖДЕННОГО ТЕЛЁНЯ
Молозиво следует давать сразу после рождения теленка, а не откладывать его на потом, чтобы обеспечить защитный пассивный иммунитет (Fischer et al., 2018). У новорожденных телят еще не развилась иммунная система при рождении (Nocek et al., 1984; Stelwagen et al., 2009). Важно кормить новорожденных молозивом при первом доении, поскольку молозивные концентрации IgG, M и A снижаются с разной скоростью по мере увеличения количества доений в послеродовом периоде (Stott et al., 1981). Время скармливания молозива имеет решающее значение для достижения высоких показателей абсорбции IgG. Перенос иммуноглобулинов из молозива в кровоток теленка обусловлен временной способностью усваивать белки в кишечнике в первые часы жизни. Примерно через 24 часа после рождения клетки кишечника больше не могут поглощать и транспортировать эти иммуноглобулины или другие крупные молекулы. Об этом закрытии проницаемости сообщили McCoy et al. (1970) в исследовании, которое продемонстрировало, что кормление молозивом через 24 часа после рождения не изменило уровень глобулина в сыворотке. В результате можно предположить, что в этот момент кишечник был непроницаем для белков молозива и что кормление молозивом через 24 часа после рождения непригодно. Обычно процент общего количества антител, абсорбированных в кровоток (АЕА) из молозива, колеблется от 20 до 35%, даже если предоставляется молозиво высокого качества (Quigley and Drewry, 1998; Jones and Heinrichs, 2006). Однако AEA различается в разных исследованиях, и в некоторых отчетах указаны значения, выходящие за пределы этого диапазона. Например, Лаго и др. (2018) сообщили о диапазоне от 32,6 до 76,9% со средним значением 35,9% для телят, которых кормили материнским молозивом с концентрацией IgG 63,6 г/л. Кроме того, Халлеран и др. (2017) сообщили о диапазоне от 10 до 50% и отсутствии связи между общим количеством скармливаемых IgG и AEA. Однако они оценили массу тела теленка и использовали расчетный объем плазмы в 7%, что могло повлиять на их выводы. Фишер и др. (2018) заявили, что задержка кормления молозивом на 6 или 12 часов влияет на пассивный перенос IgG и что отсрочка кормления молозивом в отличие от кормления его при рождении может повлиять на закрытие кишечной проницаемости и снижение AEA. Некоторыми из основных факторов, влияющих на массу IgG, усваиваемого телятами, являются качество (концентрация IgG) и количество (объем скармливания) молозива, полученного после рождения (Godden, 2008). Помимо кормления молозивом для обеспечения SPI у новорожденных телят, необходимо применять адекватные методы содержания, чтобы минимизировать уровень заболеваемости (Quigley et al., 2017).
В целом иммуноглобулины всасываются в эпителии тонкой кишки новорожденного, проходят через лимфатическую систему и, наконец, попадают в системный кровоток через грудной проток (Comline et al., 1951; Bush and Staley, 1980; Besser and Gay, 1994). . В системе теленка происходит сочетание клиренса иммуноглобулинов и начала эндогенной продукции. Считается, что новорожденные выводят примерно 70% поступивших в организм IgG через просвет кишечника (Besser et al., 1988). Кроме того, иммуноглобулины были обнаружены в желудочно-кишечном тракте, где они действуют как связыватели антигенов (Besser et al., 1988). Считается, что у телят синтез эндогенных IgG начинается в возрасте от 36 часов до 3 недель (Devery et al., 1979). Однако было исследовано, что телята, лишенные молозива, или телята, которых не кормили достаточным количеством молозива, начинают вырабатывать антитела в более раннем возрасте (Husband and Lascelles, 1975) и что у них уже есть клеточно-опосредованный иммунный ответ, аналогичный взрослой корове примерно в 2 года. неделю в возрасте (Баррингтон и Пэриш, 2001). Комлин и др. (1951) вводили канюлю новорожденным телятам Джерси в двенадцатиперстную, слепую кишку и грудной проток и вводили обезжиренное молозиво непосредственно в кишечник для изучения пути всасывания иммуноглобулинов. Они обнаружили, что глобулины не транспортируются напрямую в портальную систему кровообращения, а скорее транспортируются в лимфу, а затем в периферическую кровь. В частности, понятно, что всасывание иммуноглобулинов в кишечнике неселективно и осуществляется по механизму пиноцитоза (Besser and Gay, 1994). Стейли и др. (1972) отметили, что кишечник обладает определенным уровнем избирательности; однако они пришли к выводу, что, хотя кишечник новорожденного может поглощать гетерологичные белки или проницаем для них, он не поглощает ферритин. Точно так же Буш и Стейли (1980) также отметили, что всасывание иммуноглобулинов в кишечнике осуществляется апикальной трубчатой системой, поглощающей только определенные вещества. Доказано, что существуют факторы, которые мешают выработке IgG. Например, бактериальное загрязнение, присутствующее в молозиве, может повлиять на всасывание, поскольку бактерии могут связываться с этой молекулой и, таким образом, влиять на ее всасывание (Gelsinger et al., 2014). Эта проблема была решена путем термической обработки молозива, где было показано, что оно увеличивает концентрацию IgG в сыворотке через 24 часа у новорожденных телят (Gelsinger et al., 2014, 2015; Saldana et al., 2019). Также необходимо учитывать, что не все иммуноглобулины попадают или могут быть обнаружены в системном кровообращении, поскольку некоторые из них могут проникать иными путями, а не через плазму, или выводиться с калом (Matte et al., 1982).
МЕТОДЫ КОРМЛЕНИЯ МОЛОЗИЦА
Производителям необходимо учитывать количество молозива, которое они скармливают, чтобы обеспечить SPI у новорожденных телят. Чтобы обеспечить достаточное потребление молозива, производители не должны полагаться на молозиво, которое теленок может высосать из матери (McCoy et al., 1970), поскольку невозможно измерить объем и время после рождения, которое теленок потребляет молозиво. Эта задержка во времени, когда теленок может сосать грудь, имеет решающее значение, поскольку задержка сосания на 2–6, 7–12, 13–24 или 25–48 часов приводит к смертности в 5, 8, 11 и 20% соответственно ( Маргерисон и Дауни, 2005). Сообщалось, что от 25 до 30% телят не могут сосать грудь через 6 часов, а примерно 20% не могут сосать грудь к 18 часам (Moran, 2012). Это демонстрирует, как разрешение теленку сосать молозиво из матери может повлиять на его FPI (Besser et al., 1991) из-за неспособности теленка добровольно потреблять достаточное количество молозива. Интересно, что Стотт и др. (1979a) сообщили, что скорость абсорбции и максимальная абсорбция IgG были выше у телят, которые вскармливали молозиво из матери, по сравнению с телятами, которых кормили из бутылочки. Стотт и др. (1979a) и Селман и др. (1971) предположили, что материнский эффект передается теленку при вскармливании свежего молозива. Этот эффект может действовать как фактор-мессенджер, который может стимулировать активность абсорбирующих клеток кишечного эпителия; однако нет достаточных доказательств, подтверждающих это (Stott et al., 1979a). Кроме того, в большинстве отчетов телята, которым разрешено кормить только мать, имеют более низкие концентрации IgG в сыворотке крови и более восприимчивы к болезням, чем телята, которых кормят вручную (Brignole and Stott, 1980; Nocek et al., 1984; Besser et al., 1991). Хейнс и Годден (2011) оценивали влияние материнства, применяя искусственное материнство, включающее вербальную и физическую стимуляцию новорожденных телят. Они не сообщили о различиях в абсорбции IgG между телятами, получавшими искусственное вскармливание или нет (15 и 13,9 мг/мл соответственно).
Материнское молозиво можно кормить из соски, ведра или пищеводного кормушки (Jones and Heinrichs, 2006). Часто рекомендуется использовать пищеводный питатель, поскольку требуется большой объем жидкости. Наиболее распространенным методом кормления раньше было кормление из ведра или соски из бутылочки (64%), а наименее распространенным было использование пищеводного кормления (2,3%; Heinrichs et al., 1994). Более поздние данные НАЗМС (2014) показали, что 81,6, 15,7 и 2,7% телок получали только ручное кормление (в том числе через пищеводный корм), причем как ручное кормление, так и только мать-сосунку и мать-сосунку соответственно. Все виды кормления молозивом способны обеспечить новорожденного необходимым и достаточным количеством питательных веществ и иммуноглобулинов, если учитывать правильные параметры качества молозива и объема скармливания (Рой, 1972). Однако при использовании пищеводного питателя при его неправильном размещении в теле теленка существует риск повреждения пищевода или, что более важно, аспирации жидкости в легкие (Jones и Heinrichs, 2006). Сообщается, что скармливание молозива новорожденным телятам через пищеводный питатель является экономящим время и оптимальным методом достижения успешной пассивной передачи IgG. (LaterRowet и Breukink, 1983; Элизондо-Салазар и др., 2011). Однако одним потенциальным недостатком этого метода является то, что рефлекс пищеводной борозды не возникает, когда телят кормят пищеводными кормушками. Если у телят не возникает рефлекса пищеводной борозды, молозиво поступает в преджелудок раньше сычуга, а затем в тонкую кишку. Напротив, если теленок сосет грудь у матери или кормится через соску, возникает рефлекс пищеводной борозды, и молозиво попадает непосредственно в сычуг, что приводит к более быстрой транспортировке в тонкий кишечник. Однако, когда телят кормят через пищеводную кормушку, переход молозива из преджелудка (ретикулорумена) в сычуг происходит в течение нескольких минут и не влияет на абсорбцию иммуноглобулина (Later-Rowet и Breukink, 1983). Элизондо-Салазар и др. (2011) провели исследование, чтобы сравнить, существуют ли различия в абсорбции IgG между телятами, которых кормят молозивом через соску или пищеводную систему кормления. Они не обнаружили различий в концентрации IgG в сыворотке через 24 часа или в показателях AEA, что позволяет предположить, что использование пищеводного питателя не снижает абсорбцию IgG. Аналогично, Desjardins-Morrissette et al. (2018) не обнаружили различий в абсорбции IgG при кормлении высококачественным молозивом либо через пищеводный питатель, либо из соски, и ни пищеводный питатель, ни кормление из соски не повлияли на опорожнение сычуга в тонкую кишку. Бессер и др. (1985) пришли к выводу, что молозиво при кормлении пищеводным питателем имеет быстрый поток из преджелудка в сычуг и тонкую кишку, что обеспечивает эффективное и достаточное всасывание иммуноглобулинов. Другое исследование, проведенное Бессером и соавт. (1991) оценили три метода кормления молозивом молочных телят и обнаружили, что зондовое кормление является хорошей альтернативой для достижения SPI. Исследование Бессера и соавт. (1991) наблюдали 3 стада, в которых новорожденных кормили молозивом либо от самок, либо из соски, либо через пищеводный зонд. Несостоятельность пассивного иммунитета (концентрация IgG < 10 мг/мл) среди различных методов составила 61,4, 19,3 и 10,8% соответственно. Эти результаты можно объяснить возможностью скармливания большего объема молозива методами, альтернативными материнскому вскармливанию, обеспечивая SPI.
Стоит отметить, что в большинстве ситуаций при скармливании большого количества молозива АЕА имеет тенденцию к снижению. Это можно объяснить предположением о том, что может существовать верхний предел количества IgG, которое может абсорбироваться за определенное время (Saldana et al., 2019). Лопес и др. (2020a) сообщили об аналогичных результатах, когда AEA снижалась по мере того, как большая общая масса IgG получалась с большим количеством молозива (3,78 л) при рождении. Лопес и др. (2020a) также обнаружили, что верхний предел абсорбции IgG может существовать из-за снижения AEA, когда более высокие дозы IgG скармливались вместе с молозивом, содержащим большее количество сухих веществ.
When colostrum reaches the abomasum, it forms a curd from the reaction of renin with casein and milk fat, which separates out the whey. Curd formation occurs in milk, colostrum, and CR or milk replacers that have casein and milk fat, as they are the molecules to which chymosin specifically binds (Yvon et al., 1984; Longenbach and Heinrichs, 1998). This curd formation is somewhat detrimental to the digestion and absorption of IgG and other nutrients found in colostrum (Miyazaki et al., 2017). It is attributed to the fact that IgG is found in the whey portion of colostrum (Besser and Osborn, 1993) and permits a faster release to the intestine for absorption while leaving fat and casein in the abomasum for later absorption (Cruywagen et al., 1990). Data from Cabral et al. (2014) and Besser and Osborn (1993) suggest that casein competes with IgG for absorption in the intestinal tract, and, as a result, AEA of IgG may be negatively affected. Also, Davenport et al. (2000) demonstrated that the addition of large amounts of casein (>500 г) в молозиве может повлиять на скорость абсорбции IgG, что еще раз предполагает, что абсорбция IgG может быть улучшена, если казеин отсутствует или находится в небольших количествах. Аналогично, Лопес и др. (2020a) обнаружили, что скармливание коммерческого CR, из которого удален казеин, увеличивает AEA с 24,4 до 40,1% по сравнению с высококачественным материнским молозивом (106 г/л IgG). Кроме того, они сообщили, что добавление низкокачественного материнского молозива (30 г/л иммуноглобулинов; низкое содержание сухих веществ) с CR, из которого удален казеин, увеличило AEA до 54,3%. Хотя они не смогли указать механизм, который поднял AEA выше среднего, Lopez et al. (2020a) предположили, что низкая осмоляльность этой еды, пониженное содержание казеина и меньшее общее количество твердых веществ могли повлиять на всасывание IgG. Кабрал и др. (2014) предположили, что добавление NaHCO3 к CR может повысить его коагуляционные свойства за счет увеличения содержания казеина. Было высказано предположение, что коагуляция казеина или образование творога могут способствовать абсорбции IgG (Cabral et al., 2014; Miyazaki et al., 2017). Однако, когда присутствуют чрезмерные количества, это может увеличить осмоляльность молозива. Это приводит к более медленной скорости прохождения из сычуга в кишечник и, следовательно, к снижению скорости опорожнения сычуга (Constable et al., 2009; Cabral et al., 2014; Burgstaller et al., 2017). Констебль и др. (2009) продемонстрировали, что добавление раствора для пероральной регидратации, содержащего бикарбонат, ацетат и цитрат, способствует повышению осмоляльности коровьего молока и, таким образом, снижает скорость опорожнения сычуга. Это может замедлить всасывание иммуноглобулинов, если они останутся в твороге. Осмоляльность заменителей молозива может варьироваться из-за различных технологий их производства, но сообщалось о значениях около 300 мОсм (Cabral et al., 2014), а Quigley et al. (2019) сообщили о среднем значении осмоляльности материнского молозива 332 мОсм. Обычно осмоляльность молока млекопитающих (человеческого) составляет в среднем 300 мОсм/кг (Rochow et al., 2013). Осмоляльность увеличивается при добавлении в молоко или молозиво дополнительных продуктов; например, добавление NaHCO3 к CR увеличило его осмоляльность с 301 до 515 мм (Cabral et al., 2014), но она будет варьироваться в зависимости от содержания и источника белка (Burgstaller et al., 2017). Значения осмоляльности для коровьего молока колеблются от 275 до 285 мОсм/л, тогда как у некоторых заменителей молока они достигают 600 мОсм/л.
Анализируя результаты Saldana et al. (2019), связанное с существованием верхнего предела абсорбции IgG, приводит к предположению о возможном насыщении кишечника, что предполагалось ранее, но не было тщательно продемонстрировано. Эта концепция была впервые предложена Бессером и др. (1985), которые заявили, что телята могут иметь физиологическое ограничение на количество IgG, которое они могут абсорбировать в определенных объемах скармливаемого молозива. Бессер и др. (1985) предположили, что одним из возможных механизмов этого эффекта может быть насыщение механизма макромолекулярного транспорта, отвечающего за поглощение молекул IgG в кишечнике. Это возможное насыщение связано с составом молозива кормленных CR, включая IgG и общую концентрацию твердых веществ, но осмоляльность может играть важную роль.
ПРЕОДОЛЕНИЕ ДЕФИЦИТА МОЛОЗИВА
Хранилище
Из-за критической важности молозива для новорожденных телят каждая молочная ферма должна иметь достаточный запас высококачественного, здорового молозива. Когда такое молозиво не может быть предоставлено самками, фермы должны иметь дополнительную стратегию, чтобы обеспечить адекватное обеспечение молозивом новорожденного теленка. Хранение избытка молозива является экономичной альтернативой. Молозиво можно хранить в холодильнике или заморозить, хотя обычно его хранят замороженным, чтобы сохранить качество и предотвратить рост бактерий. Различные методы хранения влияют на качество молозива из-за разного воздействия на рост бактерий (Morrill et al., 2012). Известно, что на фермах иногда отсутствуют надлежащие протоколы хранения молозива. Если свежее молозиво не скармливать в течение 2 часов после сбора, охлаждение при температуре 4 градуса в контейнерах небольшого размера может на короткое время сохранить его клеточные компоненты и состав иммуноглобулинов (Manohar et al., 1997). Было показано, что молозиво, оставленное при температуре окружающей среды, приводит к быстрому увеличению пролиферации бактерий (Stewart et al., 2005), а Morrill et al. (2012) сообщили, что общее количество охлажденных образцов молозива достигало 1 миллиона КОЕ/мл. Стюарт и др. (2005) продемонстрировали, что количество бактерий в молозиве чаще всего бывает низким при сборе молока у коровы, но перекладывание в ведра или контейнеры для хранения является этапом, на котором молозиво часто контаминируется бактериями. В большинстве рекомендаций говорится, что молозиво не следует хранить в холодильнике более 48 часов, поскольку некоторые бактерии могут размножаться со средней скоростью даже в холодных условиях (Stewart et al., 2005). Этот метод рекомендуется только в качестве альтернативы кратковременному хранению, поскольку замораживание молозива является лучшим способом его сохранения и может предотвратить деградацию питательных веществ и содержания IgG более чем на год (Foley and Otterby, 1978; Davis and Drackley, 1998). Помимо размножения бактерий, методы хранения молозива также оценивались на предмет влияния на концентрацию IgG в сыворотке телят. Скармливание пастеризованного молозива, которое было предварительно заморожено, или скармливание свежесобранного молозива привело к тому, что у телят наблюдалась самая высокая концентрация IgG в сыворотке по сравнению с телятами, которых кормили молозивом, хранившимся при температуре 4, 13 или 22 градуса в течение 48 часов (Cummins et al., 2017). В результате как свежее, так и предварительно замороженное молозиво считаются приемлемыми методами хранения и кормления (Holloway et al., 2001).
Заменитель молозива
По данным Quigley et al., ранний ПР не имел уровня IgG более или равного 100 г на дозу. (2001). В результате в попытке улучшить его пищевую ценность были добавлены другие ингредиенты (например, декстроза, глицин, соль, эмульгатор, лецитин, витаминно-минеральный премикс, хлорид калия, сульфат магния и ароматизатор). Современные продукты CR представляют собой экзогенный источник IgG (Cabral et al., 2013), производятся из источников молочной железы, крови, сыворотки или яиц (Quigley, 2004; Swan et al., 2007), но их питательный состав варьируется в зависимости от различные производственные процедуры (Quigley et al., 2002; Foster et al., 2006; Swan et al., 2007). Некоторые производители используют CR, когда они не могут обеспечить своих телят достаточным количеством материнского молозива в периоды, когда у коров наблюдаются такие заболевания, как мастит или молочные патогены, такие как Mycobacterium avium ssp. паратуберкулез, широко известный как болезнь Джонса (Pithua et al., 2009). Материнское молозиво также может быть источником кишечной палочки и бычьего лейкоза для новорожденного теленка, что может повлиять на здоровье теленка (Cabral et al., 2013). Использование продуктов CR предотвращает FPI, одновременно снижая воздействие патогенов, поскольку CR имеет более низкую популяцию бактерий, чем материнское молозиво (McGuirk and Collins, 2004; Foster et al., 2006). В целом, когда на ферме нет молозива, CR может быть альтернативой из-за простоты хранения и подготовки к кормлению (Priestley et al., 2013), но он не должен заменять эталонный стандартный корм из высококачественного молозива (Cabral et al., 2013). ., 2013). Одним из возможных преимуществ кормления CR является простота приготовления, что может привести к более быстрому скармливанию молозива вместо размораживания материнского молозива из банка молозива на некоторых фермах. Тем не менее, обсуждалось, что в продуктах CR могут отсутствовать антигенспецифические антитела, которые могут защитить новорожденных от специфичных для фермы патогенов (Swan et al., 2007), однако никаких сообщений о негативных эффектах не зафиксировано.
Многочисленные исследования (например, Jones et al., 2004; Lago et al., 2018; Lopez et al., 2020a) продемонстрировали, что CR может быть альтернативой кормлению материнским молозивом новорожденные телята. Джонс и др. (2004) сообщили, что концентрация IgG в плазме крови через 24 часа не различалась между телятами, получавшими материнское молозиво (среднее значение ± стандартное отклонение; 13,78 ± 0,39 г/л), и телятами, получавшими ту же массу IgG из CR (13,96 ± 0,38 г). /Л). Кроме того, показатели развития роста (т.е. ADG, высота в холке, высота бедер, длина тела и обхват сердца) не различались между вариантами лечения. Тем не менее, следует учитывать, что иммуноглобулины, присутствующие в CR, могут не иметь защиты от специфичных для фермы патогенов (Jones et al., 2004). Хотя материнское молозиво является предпочтительным кормом, CR может быть приемлемой альтернативой для новорожденных телят.
АНАЛИЗ КОНЦЕНТРАЦИИ IgG
Эталонные методы
Концентрацию IgG в сыворотке можно определить прямыми и непрямыми методами, но радиальная иммунодиффузия (РИД; прямой метод) и ИФА (непрямой метод) считаются эталонными стандартами для этого анализа (Coons et al., 2012; Deelen et al. , 2014; Вильм и др., 2018). Оба эти метода считаются адекватными для выявления телят с FPI (Dawes et al., 2002; Coons et al., 2012; Priestley et al., 2013). Однако Гелсингер и др. (2015) оценили корреляцию IgG в молозиве и сыворотке крови при анализе с помощью ELISA или RID и обнаружили слабую корреляцию между RID и ELISA для плазмы и ненагретого молозива. Кроме того, Гелсингер и др. (2015) показали, что анализы ELISA по сравнению с RID дают более низкие результаты концентрации IgG, но прямое сравнение между обоими методами провести не удалось. Напротив, Dunn et al. (2018) сообщили о положительной корреляции между этими методами для определения концентрации IgG в молозиве (R2=0.83) и сыворотке (R2=0.97). Данн и др. (2018) также рекомендовали не сравнивать напрямую результаты RID и ELISA, хотя оба метода дали последовательные, воспроизводимые результаты. В целом, единственным явным преимуществом RID по сравнению с ELISA является то, что он требует менее обширных разведений, что может способствовать разбросу результатов (Gelsinger et al., 2015b). Эта процедура была разработана Fahey и McKelvey (1965) и Mancini et al. (1965) специфичен для различных белков, присутствующих в сыворотке, которые реагируют со своими специфическими антителами. Принцип действия этого анализа зависит от реакции между содержанием антител в лунке и антигеном в образце сыворотки. Белки, присутствующие в образце, диффундируют в лунку до тех пор, пока не будет достигнуто равновесие (Guidry and Pearson, 1979). После этого в течение 24 часов при комнатной температуре образуется кольцо преципитации. Диаметр кольца пропорционален концентрации белка в образце (Guidry and Pearson, 1979), а расчет IgG можно выполнить с помощью линейной регрессии с использованием стандартов, имеющихся в наборе (Guidry and Pearson, 1979; Gelsinger et al. , 2015б). Таким образом, этот анализ работает посредством диффузии антигена со специфической антисывороткой, которая осаждает кольцо вокруг лунки до тех пор, пока через 24 часа не будет достигнуто равновесие.
Косвенные методы
Широко используемым непрямым методом является измерение общего белка в сыворотке (STP) с помощью рефрактометрии, который дает оценку IgG по общему белку в сыворотке (Deelen et al., 2014; Thornhill et al., 2015; Elsohaby et al. ., 2019). Общий белок сыворотки считается хорошим индикатором концентрации IgG для прогнозирования заболеваемости телят (Naylor and Kronfeld, 1977; Naylor et al., 1977; Tyler et al., 1996; Weaver et al., 2000). Этот метод широко использовался в качестве косвенного измерения для прогнозирования концентрации FPI и IgG, поскольку он измеряет общий белок. Иммуноглобулины составляют значительную долю общего белка, присутствующего в кровотоке новорожденного теленка, что дает адекватные оценки, поскольку неиммуноглобулиновые белки в сыворотке остаются постоянными (Calloway et al., 2002). Корреляция STP и IgG может варьироваться у телят, которых кормили CR. Это изменение объясняется различным соотношением IgG и общего белка, присутствующего в материнском молозиве и CR, что влияет на оценки общего белка, измеряемые рефрактометром (Quigley et al., 2002). В целом среднее соотношение IgG к белку в материнском молозиве колеблется от 400 до 500 мг/г (Quigley et al., 2002).
Хотя Уилм и др. (2018) заявили, что STP тесно коррелирует с RID, Quigley et al. (2002) и Лаго и др. (2018) отметили, что измерения STP для телят, которых кормили продуктами CR, могут иметь ошибочные оценки для определения FPI. Лопес и др. (2020a) обнаружили, что средние уровни СТП у телят, получавших CR с низким содержанием казеина, были ниже порога FPI 5,2 г/дл, даже если их средний сывороточный IgG был выше 10 мг/мл. Аналогичным образом, Quigley et al. (2002) и Лаго и др. (2018) обнаружили низкий уровень СТП, когда телятам давали CR. Это говорит о том, что телята по-прежнему достигают адекватных концентраций IgG в сыворотке, даже если их STP низкий, когда их кормят CR с низким содержанием казеина. Лопес и др. (2020a) предположили, что следует использовать новые пороговые значения STP для более точного определения FPI у телят, получающих CR, особенно при кормлении CR на основе сыворотки. Лопес и др. (2020a) и Quigley et al. (2002) сообщили, что пороговая точка STP, равная 4,2 г/дл, является лучшим предиктором концентрации IgG в сыворотке 10 мг/мл, когда телятам дают CR. В целом, необходимы дополнительные исследования, чтобы правильно классифицировать FPI или SPI у телят, которых кормили продуктами CR.
НАРУШЕНИЕ ПАССИВНОГО ИММУНИТЕТА
Нарушение пассивного иммунитета является состоянием, рассматриваемым для телят, у которых в сыворотке крови наблюдается концентрация IgG.<10 mg/mL at 24 h (Besser et al., 1991; Furman-Fratczak et al., 2011; Shivley et al., 2018). In contrast, calves with a serum IgG concentration >Считается, что 10 мг/мл через 24 часа имеет SPI (Quigley, 2004; Lombard et al., 2020). Кроме того, для измерения концентрации IgG в сыворотке через 24 часа STP также используется для определения FPI у телят. Сообщалось о различных конечных точках концентрации STP, включая 5,0, 5,2 или 5,5 г/дл для определения FPI (Tyler et al., 1996; Donovan et al., 1998; Priestley et al., 2013). Однако метаанализ, проведенный Buczinski et al. (2018) пришли к выводу, что пороговые значения STP 5,2 или 5,5 г/дл являются наиболее подходящими для измерения FPI. Бурзинский и др. (2018) рекомендовали, чтобы пороговое значение 5,5 г/дл могло минимизировать долю ложноотрицательных результатов. Исследование, проведенное Quigley et al. (2002) заявили, что различия в содержании неиммуноглобулиновых белков между продуктами CR и материнским молозивом влияют на достоверные прогнозы уровней сывороточных IgG с помощью рефрактометрии, когда телятам скармливают CR. В результате был сделан вывод, что значение 4,9 г/дл более подходит в качестве конечной точки для определения FTP у телят, получавших CR вместо материнского молозива. Куигли и др. (2002) предположили неточность рефрактометрии для оценки концентрации IgG в сыворотке. Можно рекомендовать дополнительно изучить текущие пороговые значения рефрактометрии STP для оценки показателей FPI на фермах. Существование внешних факторов, таких как стратегии управления питанием и окружающей средой (т.е. санитария, содержание и воздействие патогенов), может быть вредным для здоровья и развития телят, даже если телята переживают успешный пассивный перевод (Davis and Drackley, 1998; Swan et al. , 2007).
кажущаяся эффективность поглощения
Кажущаяся эффективность всасывания — это термин, используемый для объяснения эффективности всасывания колострального IgG. Это не показатель общего количества абсорбированных IgG; вместо этого это измерение эффективности доли общего IgG, полученного при массовом скармливании, присутствующего в кровеносной системе теленка через 24 часа. На AEA влияют различные факторы, в том числе качество молозива (концентрация IgG), время первого кормления, метод кормления, пол теленка, масса тела при рождении и статус гидратации, который влияет на объем плазмы у теленка (Quigley et al., 1998; Godden et al. ., 2009б). Обычно используется следующая формула AEA: AEA={[вес при рождении (кг) × 0,09 × сывороточный IgG (мг/мл, 24 часа)]/общее количество IgG при кормлении (г)} × 100 [адаптировано из Quigley и Дрюри (1998), Куигли и др. (2002) и Салдана и др. (2019)].
Значение 0.09 в представленной формуле учитывает расчетный объем плазмы новорожденного теленка (9% массы тела при рождении). Однако эта формула зависит от предполагаемого процента плазмы. Большинство исследований полагаются на 9%, которые использовали Quigley et al. (1998), однако в других исследованиях использовались 9,9% (Fischer et al., 2018) и 7% (Halleran et al., 2017).
Бессер и др. (1991), а также Дэвис и Дракли (1998) отметили, что для достижения SPI новорожденным телятам следует давать минимум 100 г IgG, но у телят, получающих 100 или даже 110 г IgG, все равно может наблюдаться FPI. В результате минимальное значение IgG в 100 г должно быть дополнительно исследовано. Например, сценарий, описанный Quigley et al. (2002) продемонстрировали, что если теленку давать 100 г IgG (при условии, что у него 35% AEA, что является самым высоким значением в нормальном диапазоне от 20 до 35%; Quigley and Drewry, 1998), у него будет прогнозируемый уровень AEA. концентрация IgG в сыворотке 9,7 мг/мл, что ниже порогового значения 10 мг/мл, используемого для определения FPI. В результате Quigley et al. (2002) рекомендовали давать новорожденному минимум 150–200 г IgG для предотвращения ИПП.
В целом, для адекватного выращивания новорожденных телят необходим отличный уход за молозивом. Необходимо учитывать различные факторы, включая, помимо прочего, состав и качество молозива, его хранение, эффективность усвоения и метод кормления. Чтобы проверить, было ли теленку скармливано достаточное количество IgG, необходимо напрямую измерить концентрацию IgG в сыворотке теленка через 24 часа жизни. Однако существуют косвенные методы измерения IgG, такие как STP, которые могут быть адекватными, когда телят кормят материнским молозивом. Косвенные методы могут потребовать различных пороговых значений для телят, получающих CR. Оба метода, STP или сывороточный IgG, имеют разные пороговые значения (5,2 или 5,5 г/дл и 10 мг/мл соответственно), которые позволяют определить, проявляются ли у теленка SPI или FPI после приема молозива. Рекомендуется скармливать молозиво с концентрацией IgG не менее 50 мг/мл и давать его в течение 2 часов после рождения. Такое быстрое кормление позволит тонкому кишечнику впитать нужные белки до его постепенного закрытия проницаемости, что, как полагают, происходит полностью через 24 часа после рождения. Если высококачественное молозиво недоступно для немедленного кормления, CR может быть альтернативным кормом. Однако эти альтернативные продукты можно считать заменителями только в том случае, если они содержат минимум 100 г IgG на дозу и не должны полностью заменять стандартное кормление материнским молозивом.
КРАТКОЕ СОДЕРЖАНИЕ
Материнское молозиво – это высокопитательный корм, который необходимо давать новорожденному при рождении. Он имеет высокий уровень иммуноглобулинов — белков, которые развивают иммунную систему теленка посредством пассивной передачи. В молозиве присутствуют различные типы иммуноглобулинов, но класс IgG является основным, связанным с передачей иммунитета. Чтобы проверить, было ли теленку скармливано достаточное количество IgG, необходимо непосредственно измерить концентрацию IgG в сыворотке через 24 часа жизни. Существуют косвенные методы измерения IgG, такие как STP или % Брикса, которые могут быть адекватными, когда телят кормят материнским молозивом. Когда телятам дают CR, могут потребоваться другие пороговые значения, и измерение сывороточного IgG будет более точным. Такие факторы, как качество молозива, которое включает концентрацию IgG и уровень бактерий, помогут определить количество IgG, обнаруженное в кровотоке теленка через 24 часа. Рекомендуется скармливать молозиво с концентрацией IgG не менее 50 мг/мл и давать его в течение 2 часов после рождения. Такое быстрое питание позволит тонкому кишечнику абсорбировать белки иммуноглобулина до постепенного закрытия его проницаемости; полное закрытие происходит через 24 часа после рождения. Когда высококачественное молозиво недоступно для немедленного кормления, альтернативным кормом может быть CR.
ИСПОЛЬЗОВАННАЯ ЛИТЕРАТУРА
Абуэло А., Ф. Калленс, А. Хейнс и Дж. Л. Брестер. 2021. Влияние приема молозива 2 против 1 на нарушение передачи пассивного иммунитета, заболеваемость и смертность до отъема, а также продуктивность молочных телят в большом молочном стаде. Животные (Базель) 11:782. https://doi.org/10.3390/ani11030782.
Эндрю, С.М. 2001. Влияние состава молозива и переходного молока от голштинских телок на специфичность тестов на содержание антибиотиков. J. Молочная наука. 84: 100–106. https://doi.org/10.3168/jds.S0022 -0302(01)74457-8.
Баррингтон, генеральный менеджер, Т.Э. Бессер, У.К. Дэвис, СиСи Гей, Джей Джей Ривз и Т.Б. Макфадден. 1997. Экспрессия рецепторов иммуноглобулина G1 эпителиальными клетками молочной железы быка и лейкоцитами молочной железы. J. Молочная наука. 80:86–93. https://doi.org/10.3168/jds.S0022 -0302(97)75915-0.
Баррингтон, GM и С.М. Пэриш. 2001. Иммунология новорожденных крупного рогатого скота. Ветеринар. Клин. Северный Ам. Еда Аним. Практика. 17: 463–476. https://doi.org/10.1016/S0749-0720(15)30001-3.
Баумрукер, Ч.Р. и Р.М. Брукмайер. 2014. Колострогенез: механизмы трансцитоза IgG1. Ж. Молочная железа Биол. Неоплазия 19: 103–117. https://doi.org/10.1007/s10911-013-9313-5.
Баумрукер, Ч.Р., А.М. Беркетт, А.Л. Мальяро-Макрина и К.Д. Дешоу. 2010. Колострогенез: массовый перенос иммуноглобулина G1 в молозиво. J. Молочная наука. 93:3031–3038. https://doi.org/10.3168/jds.2009-2963.
Бессер, Т.Э., К. Гей и Л. Притчетт. 1991. Сравнение трех методов кормления молозивом телят. Варенье. Ветеринар. Мед. доц. 198:419–422. Бессер, Т.Е. 1993. Концентрации пассивно приобретенных антител IgG1 в просвете кишечника новорожденного теленка. Ветеринар. Иммунол. Иммунопатол. 38:103–112. https://doi.org/10.1016/0165 -2427(93)90116-Л.
Бессер, Т.Э., А.Е. Гармедиа, Т.С. МакГуайр и К.С. Гей. 1985. Влияние концентраций колострального иммуноглобулина G1 и иммуноглобулина М на всасывание иммуноглобулина у телят. J. Молочная наука. 68:2033–2037. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(85)81065 -1.
Бессер, Т.Э. и СиСи Гей. 1994. Важность молозива для здоровья новорожденных телят. Ветеринар. Клин. Северный Ам. Еда Аним. Практика. 10:107–117. https://doi.org/10.1016/S0749-0720(15)30591 -0.
Бессер, Т.Э., Т.С. МакГуайр, К.С. Гей и Л.К. Притчетт. 1988. Перенос функциональных антител иммуноглобулина G (IgG) в желудочно-кишечный тракт обеспечивает клиренс IgG у телят. Дж. Вирол. 62:2234–2237. https://doi.org/10.1128/jvi.62.7.2234-2237.1988.
Бессер Т.Е. и Д. Осборн. 1993. Влияние бычьего сывороточного альбумина на пассивную передачу иммуноглобулина G1 новорожденным телятам. Ветеринар. Иммунол. Иммунопатол. 37:321–327. https://doi.org/10.1016/0165 -2427(93)90203-Г.
Блаттлер, У., Х.М. Хэммон, К. Морель, К. Филипона, А. Рауприх, В. Роме, И. Ле Уру-Лурон, П. Гийото и Дж. В. Блюм. 2001. Скармливание молозива, его состав и продолжительность кормления по-разному изменяют пролиферацию и морфологию кишечника, а также активность пищеварительных ферментов новорожденных телят. Дж. Нутр. 131:1256–1263. https://doi.org/10.1093/jn/131.4.1256.
Блюм, Дж. В. и Ч. Р. Баумрукер. 2008. Инсулиноподобные факторы роста (IGF), IGF-связывающие белки и другие эндокринные факторы молока: роль у новорожденных. Адв. Эксп. Мед. Биол. 606:397–422. https://doi.org/10.1007/978-0-387-74087-4_16.
Брэндон, М.Р., Д.Л. Уотсон и А.К. Ласеллес. 1971. Механизм перехода иммуноглобулинов в молочные выделения коров. Ауст. Дж. Эксп. Биол. Мед. наук. 49:613–623. https://doi.org/10.1038/icb.1971.67.
Бриньоль, Т.Дж. и Г.Х. Стотт. 1980. Влияние кормления грудью с последующим кормлением молозивом из бутылочки на абсорбцию иммуноглобулина и выживаемость телят. J. Молочная наука. 63:451–456. https://doi.org/10.3168/jds .S0022-0302(80)82952-3.
Бротон, CW и Дж. Г. Лечче. 1970. Электронно-микроскопические исследования эпителия тощей кишки новорожденных поросят, получавших различные рационы. Дж. Нутр. 100: 445–449. https://doi.org/10.1093/jn/100.4.445.
Бучински С., Э. Жикель, Г. Фекто, Ю. Таквоинги, М. Чигерве и Дж. Вандевеерд. 2018. Систематический обзор и метаанализ диагностической точности рефрактометрии сыворотки и рефрактометрии по шкале Брикса для диагностики неадекватной передачи пассивного иммунитета у телят. Дж. Вет. Стажер. Мед. 32:474–483. https://doi.org/10.1111/jvim.14893.
Булгари О., А.М. Кароли, С. Чесса, Р. Рицци и К. Джильотти. 2013. Изменение содержания витамина D в коровьем молоке и взаимодействие с -лактоглобулином. Молекулы 18: 10122–10131. https://doi.org/10.3390/molecules180910122.
Бургсталлер Дж., Т. Виттек и Г.В. Смит. 2017. Приглашенный обзор: Опорожнение сычуга у телят и его потенциальное влияние на желудочно-кишечные заболевания. J. Молочная наука. 100:17–35. https://doi.org/10.3168/jds.2016-10949.
Буш, Л.Дж., М.А. Агилера, Г.Д. Адамс и Э.В. Джонс. 1971. Всасывание колостральных иммуноглобулинов новорожденными молочными телятами. J. Молочная наука. 54: 1547–1549. https://doi.org/10.3168/jds.S0022 -0302(71)86063-0.
Буш, LJ и Т.Э. Стейли. 1980. Всасывание колостральных иммуноглобулинов у новорожденных телят. J. Молочная наука. 63:672–680. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(80)82989-4.
Батлер Дж., Б. Ларсон и В. Смит. 1974. Иммуноглобулины секрета молочных желез в период лактации. Издательство Университета штата Айова. Батлер, Дж. Э. 1969. Бычьи иммуноглобулины: обзор. J. Молочная наука. 52: 1895–1909. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(69)86871 -2.
Батлер, Дж. Э. 1983. Бычьи иммуноглобулины: расширенный обзор. Ветеринар. Иммунол. Иммунопатол. 4:43–152. https://doi.org/10.1016/ 0165-2427(83)90056-9.
Кабрал, Р.Г., М.А. Кабрал, К.Э. Чепмен, Э.Дж. Кент, Д.М. Хейнс и П.С. Эриксон. 2014. Режим кормления заменителем молозива, добавление бикарбоната натрия и заменителя молока: комбинированное влияние на эффективность абсорбции иммуноглобулина G у новорожденных телят. J. Молочная наука. 97:2291–2296. https://doi.org/10.3168/jds.2013-7007.
Кабрал, Р.Г., К.Э. Чепмен и П.С. Эриксон. 2013. Обзор: Добавки и заменители молозива для молочных телят. Проф. Аним. наук. 29: 449–456. https://doi.org/10.15232/S1080-7446(15)30265-5.
Кэллоуэй, К.Д., Дж.В. Тайлер, Р.К. Тессман, Д. Хостетлер и Дж. Холле. 2002. Сравнение рефрактометров и конечных точек теста при измерении концентрации белка в сыворотке для оценки статуса пассивного переноса у телят. Варенье. Ветеринар. Мед. доц. 221:1605–1608. https://doi.org/10.2460/javma.2002.221.1605.
Чигерве М., Дж. У. Тайлер, Дж. Р. Миддлтон, Дж. Н. Спейн, Дж. С. Дилл и Б. Дж. Стивенс. 2008. Сравнение четырех методов оценки концентрации IgG в молозиве у молочных коров. Варенье. Ветеринар. Мед. доц. 233:761–766. https://doi.org/10.2460/javma.233.5.761.
Комлин, Р.С., Х.Э. Робертс и Д.А. Титчен. 1951. Путь всасывания молозивного глобулина у новорожденного животного. Природа 167:561–562. https://doi.org/10.1038/167561a0.
Констебль, PD, В. Грюнберг и Л. Карстенсен. 2009. Сравнительное влияние двух растворов для пероральной регидратации на свертывание молока, pH просвета сычуга и скорость опорожнения сычуга у телят-сосунов. J. Молочная наука. 92:296–312. https://doi.org/10.3168/jds.2008-1462.
Кунс, Д.М., К.А. Томпсон, Н. Ламберскианд и М. Чигерве. 2012. Количественный непрямой метод ИФА для измерения уровня IgG в сыворотке у телят спрингбока. Межд. Дж. Прил. Рез. Ветеринар. Мед. 10:142–146. Круйваген, CW, Г. Дж. Бриссон и Х. Х. Мейснер. 1990. Способность казеина образовывать творог и задержка в сычуге компонентов заменителя молока у молодых телят. J. Молочная наука. 73:1578–1585. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(90)78828-5.
Камминс, К., Д. П. Берри, Дж. П. Мерфи, И. Лоренц и Э. Кеннеди. 2017. Влияние условий хранения молозива на концентрацию иммуноглобулина G в сыворотке молочных телят, здоровье и скорость роста до отъема. J. Молочная наука. 100:525–535. https://doi.org/10.3168/jds.2016-10892.
Каттанс, Э.Л., В. Мейсон, Р. Лавен и К. Фин. 2019. Взаимосвязь между неудачей пассивного перевода и последующей смертностью, живой массой и показателями лактации у 12–36-месячных телок на пастбищных молочных фермах с сезонным отелом в Новой Зеландии. Ветеринар. Дж. 251:105348. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2019.105348.
Ассоциация молочных телят и телят. 2010. Золотые стандарты. По состоянию на 23 июля 2021 г. http://haasnutrition.com/wp-content/uploads/ 2015/09/DCHA_GoldStandards_high-res_122016.pdf.
Давенпорт, Д.Ф., Дж.Д. Куигли III, Дж.Э. Мартин, Дж.А. Холт и Дж.Д. Артингтон. 2000. Добавление казеина или сывороточного белка к молозиву или добавке молозива при абсорбции IgG у новорожденных телят. J. Молочная наука. 83:2813–2819. https://doi.org/10.3168/jds .S0022-0302(00)75180-0.
Дэвис, CL и Дж. К. Дракли. 1998. Развитие, питание и уход за молодым теленком. Том. Эймс. Издательство Университета штата Айова. Доус, М.Э., Дж. В. Тайлер, Д. Хостетлер, Дж. Лакриц и Р. Тессман. 2002. Оценка коммерчески доступного иммуноанализа для оценки адекватности пассивного переноса у телят. Варенье. Ветеринар. Мед. доц. 220:791–793. https://doi.org/10.2460/javma.2002.220.791.
Дилен, С.М., Т.Л. Олливетт, Д.М. Хейнс и К.Э. Лесли. 2014. Оценка рефрактометра Брикса для оценки концентрации иммуноглобулина G в сыворотке крови у новорожденных молочных телят. J. Молочная наука. 97:3838–3844. https://doi.org/10.3168/jds.2014-7939.
ДеНиз, С.К., Дж.Д. Робисон, Г.Х. Стотт и Д.В. Армстронг. 1989. Влияние пассивного иммунитета на последующую продуктивность молочных телок. J. Молочная наука. 72:552–554. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(89)79140-2.
Дежарден-Морриссетт, М., Дж. К. ван Никерк, Д. Хейнс, Т. Сугино, М. Оба и М. А. Стил. 2018. Влияние молозива на зондовое и бутылочное кормление на всасывание иммуноглобулина G, опорожнение сычуга и концентрацию гормонов в плазме у новорожденных телят. J. Молочная наука. 101: 4168–4179. https://doi.org/10.3168/jds.2017 -13904.
Девери, Дж. Э., К. Л. Дэвис и Б. Л. Ларсон. 1979. Эндогенная продукция иммуноглобулина IgG1 у новорожденных телят. J. Молочная наука. 62: 1814–1818. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(79)83504 -3.
Дьюэлл, Р.Д., Л.Л. Хангерфорд, Дж. Э. Кин, В. В. Лагрейд, Д. Д. Гриффин, Г. П. Рупп и Д. М. Гротелюшен. 2006. Связь концентрации иммуноглобулина G1 в сыворотке новорожденных со здоровьем и продуктивностью телят. Варенье. Ветеринар. Мед. доц. 228:914–921. https://doi.org/10.2460/javma.228.6.914.
Донован, Джорджия, И.Р. Доху, Д.М. Монтгомери и Ф.Л. Беннетт. 1998. Связь между пассивным иммунитетом и заболеваемостью и смертностью молочных телок во Флориде, США. Пред. Ветеринар. Мед. 34:31– 46. https://doi.org/10.1016/S0167-5877(97)00060-3.
Данн А., К. Даффи, А. Гордон, С. Моррисон, А. Аргуэлло, М. Уэлш и Б. Эрли. 2018. Сравнение однократной радиальной иммунодиффузии и ИФА для количественного определения иммуноглобулина G в молозиве крупного рогатого скота, молоке и сыворотке телят. Дж. Прил. Аним. Рез. 46:758–765. https://doi.org/10.1080/09712119.2017.1394860.
Элизондо-Салазар, Дж. А., Б. М. Джаярао и А. Дж. Генрихс. 2010. Влияние термической обработки бычьего молозива на количество бактерий, вязкость и концентрацию иммуноглобулина G. J. Молочная наука. 93:961–967. https://doi.org/10.3168/jds.2009-2388.
Элизондо-Салазар, Дж. А., К. М. Джонс и Эй. Дж. Хейнрихс. 2011. Скармливание молозива пищеводной кормушкой не снижает абсорбцию иммуноглобулина G у новорожденных телят молочного направления. Проф. Аним. наук. 27:561–564. https://doi.org/10.15232/S1080-7446(15)30539-8.
Элсохаби И., Дж. Т. МакКлюр, М. Кэмерон, Л. К. Хайдер и Г. П. Киф. 2017. Экспресс-оценка качества молозива крупного рогатого скота: Насколько надежны трансмиссионная инфракрасная спектроскопия, а также цифровые и оптические рефрактометры? J. Молочная наука. 100:1427–1435. https://doi.org/10.3168/jds.2016-11824.
Элсохаби И., Дж. Т. МакКлюр, Л. А. Уэйт, М. Кэмерон, Л. К. Хайдер и Г. П. Киф. 2019. Использование образцов сыворотки и плазмы для оценки недостаточности передачи пассивного иммунитета у молочных телят. J. Молочная наука. 102:567–577. https://doi.org/10.3168/jds.2018-15070.
Фэйи, Дж. Л. и Э. М. Маккелви. 1965. Количественное определение сывороточных иммуноглобулинов в чашках с антителами и агаром. Дж. Иммунол. 94:84. Фишер, А.Дж., Ю. Сонг, З. Хе, Д.М. Хейнс, Л.Л. Гуан и М.А. Стил. 2018. Влияние задержки кормления молозивом на пассивный перенос и кишечную бактериальную колонизацию у новорожденных телят-самцов голштинской породы. J. Молочная наука. 101:3099–3109. https://doi.org/10.3168/jds .2017-13397.
Фишер-Тлустос, А.Дж., К. Хертогс, Дж.К. ван Никерк, М. Нагорске, Д.М. Хейнс и М.А. Стил. 2020. Концентрация олигосахаридов в молозиве, переходном молоке и зрелом молоке первородящих и повторнородящих коров голштинской породы в течение первой недели лактации. J. Молочная наука. 103:3683–3695. https://doi.org/10.3168/jds.2019-17357.
Фоли, Дж. А. и Д. Е. Оттерби. 1978. Наличие, хранение, обработка, состав и кормовая ценность излишков молозива: обзор. J. Молочная наука. 61:1033–1060. https://doi.org/10.3168/jds.S0022 -0302(78)83686-8.
Фостер, Д.М., Г.В. Смит, Т.Р. Саннер и Г.В. Буссо. 2006. Концентрация IgG в сыворотке крови и общий белок у молочных телят, которых кормили двумя продуктами, заменяющими молозиво. Варенье. Ветеринар. Мед. доц. 229:1282–1285. https://doi.org/10.2460/javma.229.8.1282.
Френьо, В.Л., Дж. Э. Батлер, Р. А. Уилсон и Дж. Кавана. 1987. Транспорт и метаболизм бычьего IgM. Мол. Иммунол. 24:207–219. https://doi.org/10.1016/0161-5890(87)90138-6.
Фурман-Фратчак К., А. Рзаса и Т. Стефаниак. 2011. Влияние концентрации колострального иммуноглобулина в сыворотке телят-телёнок на их здоровье и рост. J. Молочная наука. 94:5536–5543. https://doi.org/10.3168/jds.2010-3253.
Гелсингер, С.Л., С.М. Грей, К.М. Джонс и Эй.Дж. Хейнрихс. 2014. Термическая обработка молозива повышает эффективность абсорбции иммуноглобулина G в молозиве высокого, среднего и низкого качества. J. Молочная наука. 97:2355–2360. https://doi.org/10.3168/jds.2013-7374.
Гелсингер, С.Л., К.М. Джонс и А.Дж. Генрихс. 2015. Влияние термической обработки молозива и бактериальной популяции на абсорбцию иммуноглобулина G и здоровье новорожденных телят. J. Молочная наука. 98:4640–4645. https://doi.org/10.3168/jds.2014-8790.
Гелсингер, С.Л., А.М. Смит, К.М. Джонс и А.Дж. Хейнрихс. 2015б. Техническое примечание: Сравнение радиальной иммунодиффузии и ИФА для количественного определения бычьего иммуноглобулина G в молозиве и плазме. J. Молочная наука. 98: 4084–4089. https://doi.org/10.3168/jds .2014-8491.
Годден, С. 2008. Управление молозивом у молочных телят. Ветеринар. Клин. Северный Ам. Еда Аним. Практика. 24:19–39. https://doi.org/10.1016/j.cvfa.2007.10.005.
Годден, С.М., Д.М. Хейнс и Д. Хэгман. 2009а. Улучшение пассивного переноса иммуноглобулинов у телят. I: Эффект дозы от кормления коммерческим заменителем молозива. J. Молочная наука. 92: 1750–1757. https://doi.org/10.3168/jds.2008-1846.