Cistanche Tubulosa защищает дофаминергические нейроны посредством регуляции апоптоза и нейротрофического фактора, происходящего из глиальных клеток: in vivo и in vitro-Ⅱ

Поведенческие тесты

Тест по плаванию (Чжу и др., 2014)

Координацию движений тела мышей измеряли с помощью теста плавания. Мышей по отдельности помещали в резервуар с водой (25 см в высоту и 10 см в диаметре), содержащий 10 см воды, и тестировали в тихой обстановке, чтобы зафиксировать продолжительность их пребывания в стационарном состоянии в течение 5 минут.

Испытание в открытом поле (Каваи и др., 1998 г.)

Локомоторную активность измеряли с помощью теста «Открытое поле». Мышей тестировали в тихой и тускло освещенной среде и индивидуально помещали в прозрачный акриловый контейнер размерами 30×30×15 см с разделительной сеткой 6×6 см внизу. Мышам давали 10 минут на адаптацию к окружающей среде, а затем пять раз подряд измеряли количество передвижений по сетке и частоту подъема отдельных мышей для получения средних значений.

НАТУРАЛЬНАЯ ЦИСТАНША TUBULOSA ДЛЯ УЛУЧШЕНИЯ ПОЛОВОЙ ФУНКЦИИ PHGS75% ECH 30% ACT 12%

Отбор проб ткани головного мозга

Перед забором тканей мышей кормили вволю со свободным доступом к воде и вводили лекарственные препараты в течение 14 дней подряд. Четыре мыши в каждой группе были отобраны и быстро декапитированы. СН (Брегма: -2,75 мм -2,92 мм) от каждого животного изолировали и помещали на лед. Ткани головного мозга промывали 0,9% ледяным раствором хлорида натрия для удаления крови и сушили на фильтровальной бумаге перед хранением при -80°C. Четырем мышам из каждой группы вводили внутрибрюшинную анестезию и вскрывали их грудную клетку. Затем в левый желудочек каждого животного вводили инфузионную иглу. Для удаления крови из системы кровообращения разрезали ушко правого предсердия и животному вводили физиологический раствор температурой 4°С до тех пор, пока печень не побледнела, чтобы обеспечить последовательную перфузию. Как только выделения из правого предсердия становились прозрачными, каждое животное перфузировали 4% фиксатором параформальдегида. После перфузии ткань головного мозга каждого животного тщательно иссекали и фиксировали в 4% параформальдегиде в течение 24 часов. Затем фиксированные ткани мозга промывали под проточной водой, обезвоживали в ступенчатых растворах этанола и очищали в растворе ксилола. После этого проводилось погружение в парафин и заливка.

Изменения количества ДА, измеренные с помощью ВЭЖХ

Нанопорошок СН из каждой группы помещали в ледяную баню, содержащую 0,9% раствор хлорида натрия (соотношение 1:9). Ткань головного мозга гомогенизировали с помощью ультразвукового дезинтегратора клеток и центрифугировали при 1200 об/мин в течение 20 мин при 4°С для получения супернатанта. Для ВЭЖХ использовали колонку Hypersil AA-ODS (2,1 мм × 200 мм, 5 мкм) при температуре колонки 30°C. Детектирование флуоресценции осуществляли при 280 нм λex и 340 нм λem. Объем инъекции составлял 10 мкл.

Экспрессия TH, GDNF, GFR 1 и Ret, обнаруженная с помощью иммуногистохимии

У каждого животного выделяли парафиновые срезы (толщиной 5 мкм) отдельной ткани головного мозга и помещали их в теплую водяную баню с температурой 40°C для расплющивания и приклеивания к предметным стеклам. Все предметные стекла инкубировали в печи при температуре 60°C в течение 3–6 часов с последующей депарафинизацией ксилолом, градиентной дегидратацией этанолом и извлечением антигена путем инкубации в буфере с лимонной кислотой и нагревания в микроволновой печи в течение 20 минут. Затем предметные стекла инкубировали в 3% растворе H2O2 при комнатной температуре в течение 10 мин. После трехкратной промывки в PBS предметные стекла инкубировали с нормальной сывороткой в ​​закрытой камере при комнатной температуре в течение 20 мин. Иммуногистохимическое окрашивание проводили согласно инструкции производителя. Анализатор изображений Motic Med 6.0 использовали для расчета значения интегральной оптической плотности в положительно окрашенных клетках.

Вестерн-блоттинг в тканях головного мозга мышей

В этом исследовании оценивалась экспрессия белков тирозингидроксилазы (TH), GDNF, GFR 1, Ret, Bcl2 и Bax. Лизат головного мозга каждой группы гомогенизировали в течение 3{{10}} минут на льду с последующим низкотемпературным центрифугированием, 20,000 об/мин, при 4 ◦C в течение 5 минут для сбора супернатанта. Образцы белка разделяли при постоянном давлении с использованием 10% геля SDS-PAGE, как описано выше. Концентрация первичных антител: TH 0,15 мг/мл, GDNF 0,5 мг/мл, СКФ 1 0,8 мг/мл, Ret 0,63 мг/мл, Bcl-2 0,34 мг/мл и Bax 0,11. мг/мл. Процедура была такой же, как указано выше.

НАТУРАЛЬНЫЙ ЦИСТАНШ ТУБУЛОЗНЫЙ ДЛЯ ПРОТИВ СТАРЕНИЯ, ПРОТИВ АЛЬЦГЕЙМЕРА PHGS75% ECH 30% ACT 12%

Статистический анализ

В этом исследовании для обработки и анализа данных использовалось статистическое программное обеспечение SPSS 20.0. Значения параметров выражали как среднее ± стандартное отклонение (х ± S). ANOVA использовался для однофакторного анализа данных. Для сравнения групп использовался ЛСД или тест Геймса-Хауэлла. П< 0.05 (or P < 0.01) was considered as a statistically significant difference.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Активные компоненты нанопорошка C. Tubeulosa

В диапазоне сканирования 200–400 нм ЭХГ у C. Tubeulosa и VER при 330 нм имели максимальный пик поглощения, появлявшийся через 20 мин. ICA имел максимальные пики поглощения при 270 нм и появлялся через 20 минут (рис. 1А). Результаты показали, что отрицательные образцы не мешают обнаружению (рис. 1B). Образцы и контроль имели одинаковые хроматографические пики, а отрицательный образец не имел ни одного. Это показало, что другие ингредиенты в образце не мешали измеряемому компоненту. Более того, три компонента и соседние пики могут достигать базовой линии разделения, а степень разделения превышает 1,5.

Нанопорошок C. Tubeulosa снижает цитотоксичность MPP+ -, индуцированную в клетках MES23.5

Жизнеспособность клеток MES23.5 значительно снижалась с увеличением концентрации MPP+. На рисунке 2F показана значительная цитотоксичность различных концентраций MPP+.

Нанопорошок C. Tubeulosa снижал цитотоксичность, индуцированную MPP+-, и повышал жизнеспособность клеток MES23.5. На рисунке 2G показано, что дозы нанопорошка C. Tubeulosa 10–250 мкг/мл оказывали дозозависимое защитное действие на клетки MES23.5, обработанные MPP+-.

Цитоморфологический эффект нанопорошка C. Tubeulosa

Нормальные клетки MES23.5 имели хорошую клеточную адгезию и имели веретенообразную форму с четкими границами клеток и синапсами. Поврежденные MPP+-клетки MES23.5 демонстрировали плохую адгезию и усадку клеток, и многие из них были подвешены в среде с сократившимися синапсами. Эти клетки были агрегированы, сморщены и округлены с вакуолями внутри, а ядра распались или разрушились. Нанопорошок C. Tubeulosa в различных дозировках улучшал цитоморфологию клеток MES23.5 в разной степени за счет улучшения адгезии клеток и синаптического клиренса группы носителя. Клетки MES23.5 в группе лечения высокими дозами C. Tubeulosa показали морфологию, аналогичную нормальной контрольной группе (рис. 2A-E).

Влияние нанопорошка C. Tubeulosa на экспрессию TH и апоптоз в клетках

На рисунке 3 показано значительное снижение экспрессии белка TH в группе носителя. Экспрессия белка TH увеличивалась по-разному в группах, получавших разные дозировки C. Tubeulosa. Однако тест LSD показал, что между тремя обработанными группами не было существенной разницы.

На рис. 4 показаны результаты оценки апоптоза с помощью проточной цитометрии. Скорость апоптоза в группе носителя была значительно выше, чем в других группах. Клетки, обработанные различными дозами нанопорошка C. Tubeulosa, показали разную степень снижения скорости апоптоза по сравнению с группой носителя. Клетки в группе лечения C. Tubeulosa средней и высокой дозой имели наиболее значительное улучшение скорости апоптоза по сравнению с другими группами лечения C. Tubeulosa. ЛСД-тест показал, что не было существенной разницы между двумя группами, получавшими лечение, но значительная разница была и между группой, получавшей низкие дозы.

Влияние нанопорошка C. Tubeulosa на экспрессию белка Bcl2/Bax в клетках

На рисунке 5 показано, что экспрессия белка Bcl2 в клетках группы носителя была значительно ниже по сравнению с нормальной контрольной группой. Напротив, экспрессия белка Bax в клетках группы носителя была значительно выше, чем в нормальной контрольной группе. Группы лечения C. Tubeulosa показали повышенную экспрессию белка Bcl2 и снижение экспрессии белка Bax в клетках MES23.5, обработанных MPP+-. Между тремя обработанными группами наблюдались значительные различия в тесте на ЛСД. Эти эффекты были дозозависимыми.

Поведенческие тесты

Результаты теста «Плавание» показали, что мыши в группе с наполнителем имели относительно большую продолжительность стационарного пребывания, которая со временем увеличивалась. На 14-й день у мышей в группе с носителем продолжительность пребывания в стационаре была значительно больше, чем у мышей в нормальной контрольной группе. Продолжительность стационарного пребывания мышей в

низкая дозаС. трубчатаягруппа лечения существенно не отличалась от группы мышей, получавших носитель. Однако продолжительность пребывания в стационаре у мышей в группе, получавшей высокие дозы C. Tubeulosa, была значительно меньше, чем у мышей в группе, получавшей носитель.

Результаты теста «Открытое поле» позволяют предположить, что после повреждения мышей, вызванного MPTP, мыши в группе с наполнителем продемонстрировали значительное снижение своей способности к спонтанной активности, о чем свидетельствует частота выращивания. После 14-дневного примененияНанопорошок C. Tubeulosa, у мышей в группах лечения умеренными и высокими дозами наблюдалась значительно более высокая частота выращивания по сравнению с мышами в группе, получавшей носитель (рис. 6A, B).

Влияние нанопорошка C. Tubeulosa на содержание ДА у мышей

Изменения содержания ДА в СН определяли методом ВЭЖХ. Было обнаружено, что содержание DA в мозге группы транспортного средства было значительно снижено. Содержание DA в мозге мышей с БП в группе лечения низкими дозами C. Tubeulosa существенно не отличалось от мышей в группе, получавшей носитель. Однако,Лечение C. Tubeulosaповышал уровень DA в мозге мышей с БП дозозависимым образом. Мозг мышей с БП, получавших высокие дозы C. Tubeulosa, имел значительно более высокое содержание DA, чем мозг мышей в группе носителя (рис. 6C).

Влияние нанопорошка C. Tubeulosa на экспрессию TH у мышей

Количество ТН-положительных клеток и уровень экспрессии белка ТН в ЧС мышей с МФТП-индуцированной БП были ниже по сравнению с мышами контрольной группы. После лечения C. Tubeulosa количество TH-положительных клеток и уровень экспрессии белка TH в SN у мышей с БП, индуцированной MPTP, увеличились со значительной разницей между группой, получавшей высокие дозы C. Tubeulosa, и группой, получавшей носитель. с помощью ЛСД-теста; и между тремя обработанными группами были значительные различия (рис. 7).

Влияние нанопорошка C. Tubeulosa на экспрессию белка GDNF и его рецепторов, GFR 1 и Ret у мышей

Экспрессию белка GDNF и его рецепторов GFR 1 и Ret в положительно окрашенных клетках оценивали с помощью иммуногистохимии. Вестерн-блот-анализ использовали для оценки уровней экспрессии белка в ЧС различных групп мышей. Результаты для разных групп были схожими при использовании двух методов обнаружения. Экспрессия GDNF и его белков-рецепторов, GFR 1 и Ret, в положительно окрашенных клетках ЧС мышей в группе носителя была значительно ниже, чем у мышей в нормальной контрольной группе. Различные дозы лечения C. Tubeulosa увеличивали количество GDNF-, GFR 1- и Ret-положительных клеток (рис. 8A–S).

Экспрессия белков GDNF, GFR-1 и Ret в ЧС мышей группы носителя была значительно ниже, чем у мышей контрольной группы. Увеличение лечебных концентрацийC. Tubeulosa наномощностьзначительно усилили экспрессию этих белков. Экспрессия белков GDNF, GFR 1 и Ret в SN мышей в группе, получавшей высокие дозы C. Tubeulosa, была значительно выше, чем у мышей в группе, получавшей носитель (P< 0.01; Figures 8T, U). 

Влияние нанопорошка C. Tubeulosa на экспрессию белка Bcl2/Bax у мышей

Экспрессия белка Bcl2 была значительно снижена, а экспрессия белка Bax была значительно увеличена в SN мышей в группе носителя (P< 0.01) compared with the mice in the normal control group. High-dose C. tubulosa treatment significantly increased Bcl2 protein expression and significantly reduced Bax protein expression in the brains of the vehicle mice (P < 0.01; Figure 9). LSD test showed there was no significant difference between the middle-dose and high-dose groups but a significant difference between the low-dose group. 

ОБСУЖДЕНИЕ

ПД и апоптоз

БП является нейродегенеративным заболеванием. По данным Чжана и др. (2005), распространенность составляет 10,7% среди населения Китая старше 55 лет и 1,67% среди населения старше 65 лет. Число пациентов с БП ежегодно увеличивается по мере ускорения глобального старения, что ложится тяжелым финансовым бременем на семьи пациентов. и общество в целом. В мозге дофаминергические нейроны в основном участвуют в синтезе и секреции ДА. Они широко распространены в ЦНС и локализуются преимущественно в ЧС (80%). ТГ является ключевым ферментом, лимитирующим скорость синтеза ДА. Таким образом, ингибирование активности ТГ снижает синтез ДА (Huot and Parent, 2007). Основными патолого-биохимическими изменениями при БП являются апоптоз дофаминергических нейронов ЧС, значительное снижение нигростриарного ДА и образование телец Леви в дофаминергических нейронах (Dexter, Jenner, 2013). Этиология БП связана с генетическими факторами, факторами окружающей среды и старением нервной системы (Allam et al., 2005). Патогенез БП остается неясным в современной медицине. С конца 1960-х годов заместительная терапия леводопой успешно применяется для лечения БП и признана важным поворотным моментом в лечении БП. Однако длительное применение этой терапии вызывает побочные эффекты, и терапия не лечит основные причины БП (Del Sorbo and Albanese, 2008). Поэтому активные исследования новых лекарств или методов лечения, направленных на защиту дофаминергических нейронов, имеют решающее значение для лечения БП.

В более ранних исследованиях применение терминальной дезоксинуклеотидилтрансферазы, опосредованной маркировкой ник-конца dUTP, показало, что 0,6–4,8% дофаминергических нейронов в ЧС пациентов с БП обнаруживают апоптоз (Mochizuki et al., 1996). Электронная микроскопия выявила признаки апоптоза, включая хроматическую конденсацию и апоптотические тельца в дофаминергических клетках (Anglade et al., 1997). Томпкинс и др. (1997) провели ультраструктурный анализ аутопсий тканей головного мозга пациентов с БП, БА и диффузной болезнью телец Леви (DLBD). Они обнаружили апоптотические тельца в плотном слое ЧС у пациентов с БП и ДЛБД, что предоставило убедительные доказательства апоптоза нейронов при БП и связанных с ней заболеваниях. Следовательно, снижение или подавление апоптоза в дофаминергических нейронах имеет основополагающее значение для лечения БП.

Предыдущие исследования показали, что MPTP индуцирует симптомы, подобные БП. МФТП проникает через гематоэнцефалический барьер и метаболизируется моноаминоксидазой типа В в астроцитах. Впоследствии он превращается в токсичный MPP+, который накапливается в митохондриях дофаминергических нейронов за счет поступления белка-переносчика DA. Таким образом, он генерирует избыток свободных радикалов кислорода, которые ингибируют активность комплекса I дыхательной цепи митохондрий и синтез АТФ. Эти события дополнительно способствуют образованию свободных радикалов и реакциям окислительного стресса и в конечном итоге приводят к дегенерации и гибели дофаминергических нейронов. Следовательно, в этом исследовании MPP+ использовался для создания носителя in vitro в дофаминергических нейронах MES23.5, а MPTP - для индукции носителя у мышей для взаимной проверки. По результатам МТТ-анализа MPP+ значительно снижал жизнеспособность клеток MES23.5, что позволяет предположить цитотоксичность MPP+ по отношению к дофаминергическим нейронам. Результаты также продемонстрировали, что C. Tubeulosa эффективно усиливает экспрессию антиапоптотических белков и ингибирует увеличение апоптоза, индуцированного MPP+-.

ПД и ГДНФ

GDNF представляет собой нейротрофический фактор, который впервые был выделен Lin et al. (1993). Лин и др. (1993) также показали, что GDNF оказывает специфическое питательное воздействие на дофаминергические нейроны среднего мозга крыс. GDNF, нейртурин (NTN), персефин (PSP) и артемин (ART) составляют семейство GDNF. Они структурно сходны и функционально родственны секреторным белкам (Kotzbauer et al., 1996; Baloh et al., 1998; Milbrandt et al., 1998; Woodbury et al., 1998).

Рецептор GDNF состоит из двух компонентов. Первый компонент, GFR, прикреплен к внешней мембране гликозилфосфатидилинозитола (GPI) и прикреплен к поверхности коннексина. Второй компонент — белок Ret. Исследования показали, что существует четыре различных типа СКФ: СКФ 1, СКФ 2, СКФ 3 и СКФ 4. СКФ 1 представляет собой высокоаффинный рецептор GDNF (Onochie et al., 2000; Chen et al., 2001; Lindahl). и др., 2001). Ret-белок является функциональным рецептором GDNF. Молекула гомодимера GDNF напрямую связывается с GFR 1 с образованием комплексов и взаимодействует с Ret, что приводит к димеризации и активации Ret. Благодаря аутофосфорилированию Ret Ret активирует несколько общих сигнальных путей TH. В отсутствие белка Ret GDNF вызывает фосфорилирование белков MAPK, PI-3 и PLC-, в дополнение к экспрессии мРНК и функциональной активности C-fos через его рецепторный белок GFR 1 (He et al., 2008).

Исследования показали, что GDNF оказывает сильнейшее защитное действие на дофаминергические нейроны (Rangasamy et al., 2010; Campos et al., 2012). В транспортных средствах, использующих MPTP и 6-гидроксидофамин (6-OHDA) для индукции повреждения дофаминергических нейронов, GDNF защищает дофаминергические нейроны, уменьшая апоптоз и способствуя росту аксонов, чтобы вызвать дифференцировку стволовых клеток (Lucas et al., 2012; Литтрелл и др., 2013). Лин и др. (1993) показали, что GDNF специфически способствует жизнеспособности, дифференцировке и росту аксонов дофаминергических нейронов, способствуя поглощению DA в нейронах. Исследование также показало, что GDNF не только предотвращает острую токсичность, но и смягчает долговременную токсичность MPP+ или 6-OHDA в дофаминергических нейронах, а также предотвращает гибель клеток в стрессированных или поврежденных клетках (Yu et al., 2010). Кроме того, GDNF способствует пролиферации и дифференцировке нервных стволовых клеток в сторону дофаминергических нейронов среднего мозга (Lindsay, 1995), чтобы спасти дофаминергические нейроны от ретроградной дегенерации (Hong-Juan et al., 2011).

Исследования показали, что экспрессия GDNF в SN была значительно снижена у животных-носителей (Yang et al., 2010). Это позволяет предположить, что это может быть одним из механизмов патогенеза у крыс с БП. Инъекция 5–15 мкг/сут GDNF в боковой желудочек или полосатое тело животного-носителя, индуцированного MPTP, в течение трех месяцев подряд способствовала нигростриарному восстановлению дофаминергической системы у животного-носителя (Grondin et al., 2002). Исследования лечения БП GDNF на транспортных средствах на животных показали, что внутримозговая инъекция GDNF в различные области мозга, такие как ЧС, хвостатое ядро ​​и боковой желудочек, улучшает двигательные расстройства, связанные с моделями БП на животных, включая снижение двигательной активности, мышечной ригидности и тремор (Grondin et al., 2002). Однако GDNF не может напрямую проходить через гематоэнцефалический барьер. Таким образом, местное введение GDNF в мозг сопряжено с существенным риском и трудностями при клиническом применении. Приложения для введения экзогенного GDNF через микросферы с контролируемым высвобождением, капсулы с пролонгированным высвобождением и вирусные гены все еще изучаются (Liang et al., 2010; Yang et al., 2010; Qiao et al., 2012). Учитывая ограничения различных методов введения экзогенного GDNF в мозг, нейропротекторные средства, способствующие высвобождению эндогенного GDNF, имеют важное значение для клинического применения.

ПД иС. трубчатаяНанопорошок

БП чаще встречается у взрослых среднего возраста и пожилых людей. Теория традиционной китайской медицины считает, что болезнь Паркинсона преимущественно локализуется в головном мозге и обусловлена ​​главным образом недостаточностью печени и почек, а также недостаточностью жизненной энергии и крови. Согласно этой теории, лечение БП должно быть направлено на укрепление почек и костного мозга.Ян и др. (2010)использовали рандомизированные, двойные слепые и плацебо-контролируемые клинические исследования и обнаружили, что комбинированная терапия с использованием мадопара и рецептов, тонизирующих почки, облегчает двигательные дисфункции у пациентов с болезнью Паркинсона. Результат лечения оказался лучше, чем от однократной терапии Мадопаром. Эффективность монотерапии ТКМ или назначения препаратов при БП была подтверждена на животных моделях БП и в клинических исследованиях. Применение ТКМ для тонизирования почек и улучшения кровообращения снизило дозировку монотерапии БП с использованием Мадопара. Некоторые исследования показали, что ТКМ улучшает симптомы БП и защищает дофаминергические нейроны, что, возможно, тесно связано со стимулированием эндогенной экспрессии GDNF.Хонг-Джуан и др., 2011; Цяо и др., 2012 г.).

Тонизирующее почки соединение, использованное в этом исследовании,С. трубчатаянанопорошок, содержащийЦистанхе, эпимедиум, иКорневище многогонатное. Современные исследования показывают, что химический составЦистанхепредставляет собой ECH, который защищает дофаминергические нейроны в SN у мышей с MPTP-индуцированной БП и ингибирует восстановление DA и транспортера DA (Чжао и др., 2010 г.). Кроме того, он предотвращает 6-OHDA-индуцированное снижение DA и защищает дофаминергические нейроны полосатого тела (Чен и др., 2007 г.). Эпимедиум ингибирует активацию каспазы-3 и оказывает нейропротекторное действие (Лю и др., 2011 г.). Флавоноиды эпимедиума эффективно способствуют пролиферации и дифференцировке нервных стволовых клеток.Яо и др., 2010 г.).

В этом исследованииС. трубчатаянанопорошок противодействовал увеличению MPP+-индуцированный апоптоз дозозависимым образом. Это значительно улучшило экспрессию TH вin vitroноситель и оказал значительное антиапоптотическое действие на дофаминергические нейроны. У мышей с носителем, индуцированным MPTP, наблюдались поведенческие расстройства и значительно снижалась экспрессия TH в тканях среднего мозга и уровни DA, что является типичными патологическими особенностями БП. Разные дозировкиС. трубчатаянанопорошок сокращал продолжительность стационарного состояния, усиливал автономную деятельность, улучшал поведенческие расстройства, повышал уровень DA в мозге и увеличивал экспрессию TH в транспортных средствах. Эти результаты позволили предположить, чтоС. трубчатаянанопорошок оказывал защитное действие на дофаминергические нейроны, тем самым улучшая поведенческие расстройства транспортных средств. Разные дозировкиС. трубчатаянанопорошок увеличил экспрессию белка GDNF и его белков-рецепторов в мозге мышей-носителей. Высокие дозыС. трубчатаялечение значительно повышало экспрессию Bcl2 и снижало экспрессию Bax, что позволяет предположить, чтоС. трубчатаянанопорошокможет способствовать экспрессии и секреции GDNF в поврежденном MPTP мозге мышей. Кроме того, он может оказывать нейропротекторное действие на дофаминергические нейроны и минимизировать апоптоз нейронов за счет нейротрофической поддерживающей роли GDNF.

Это исследование продемонстрировало, чтоС. трубчатаянанопорошок оказывал защитное действие на дофаминергические нейроны как вin vitroив естественных условияхи увеличение экспрессии TH для улучшения содержания DA. Он также улучшал поведенческие расстройства у мышей, индуцированных MPTP, регулирул экспрессию белка GDNF и его рецепторных белков в SN и оказывал антиапоптотическое действие у мышей с БП. Механизм, лежащий в основе клинических эффектовС. трубчатаяИспользование нанопорошка при БП может способствовать увеличению содержания эндогенного GDNF в головном мозге и тем самым снижению повреждения дофаминергических нейронов.

НАТУРАЛЬНАЯ ЦИСТАНША TUBULOSA ДЛЯ УЛУЧШЕНИЯ ПОЛОВОЙ ФУНКЦИИ PHGS75% ECH 30% ACT 12