Эффективные ингредиенты цистанхе: метод выделения и очистки фенилэтаноидных гликозидов

Контакт:joanna.jia@wecistanche.com

Выделение и очистка фенилэтаноидных гликозидов из Cistanche Deserticola методом высокоскоростной противоточной хроматографии

Ли а, б, Ронг Цао б, *, Раймонд Ян б, Чуньмин Лю а,

Дж. Кристофер Янг б., Хунхуэй Чжу б.

Кафедра химии, Чанчуньский педагогический университет, Чанчунь 130032, Китай

b Центр пищевых исследований Гвельфов, Министерство сельского хозяйства и агропродовольствия Канады, 93 Stone Road West, Гвельф, Онтарио, Канада N1G 5C9

Поступило 31 мая 2007 г.; получено в исправленном виде 16 октября 2007 г.; принято 29 октября 2007 г.

Абстрактный:

Пятьфенилэтаноидные гликозиды(PhGs),эхинакозид, цистанозид А, актеозид, изоактеозид и 20-ацетилактеозид выделяли и очищали изЦистанхе пустыннаявпервые с помощью высокоскоростной противоточной хроматографии (HSCCC) с использованием двух двухфазных систем, одна из которых состоит из этилацетата-этанола-воды (5:{4}},5:4,5, об./об./об.), а другая этилацетат–н-бутанол–этанол–вода ({{10}},5:0,5:0,1:1, об./об./об./об.). Всего 28,5 мг эхинакозида, 18,4 мгцистанозид А, 14,6 мгактеозид, 30,1 мг изоактеозида и 25,2 мг 20-ацетилактеозида очищали из 1412 мг н-бутанольного экстрактаЦистанхе пустынная, каждый с чистотой более 92,5%, как определено с помощью ВЭЖХ. Структуры идентифицировали по времени удерживания, УФ, ЖХ-ЭСИ-МС в режиме отрицательных ионов и подтверждали экспериментами ЯМР. Обсуждается характерный образец фрагментации LC-ESI-MSn пяти соединений, который оказался очень специфическим и полезным инструментом для структурной идентификации PhG из этого важного лекарственного растения.

Crown Copyright © 2007 Издательство Elsevier Ltd. Все права защищены.

Ключевые слова:Цистанхе пустынная; фенилэтаноид;Эхинакозид; Цистанозид А;актеозид; изоактеозид; 20-ацетилактеозид; ГСКК; ЖХ-ЭСИ-МС; ЯМР

1. Введение

Цистанхе пустыннаяYC Ma является хорошо известным китайским растительным лекарственным средством и широко используется в традиционных препаратах, подобных сегодняшним функциональным пищевым ингредиентам или пищевым добавкам (Wong, Li, Cheng, & Chen, 2006). Основными биологически активными компонентами C. Deserticola являютсяфенилэтаноидгликозиды (PhG), в том числеэхинакозид, актеозид, изоактеозид, 20-ацетилактеозид ицистанозид А(Кобаяши, Карасава и Миясе, 1984; Кобаяши и др., 1987). PhG широко распространены в растительном мире и были тщательно изучены на предмет их различных биологических функций, таких как гепатопротекторная (Xiong et al., 1998), противовоспалительная, антиноцицептивная активность (Schapoval et al., 1998) и антиоксидантная активность (Cheng , Вэй, Го, Ни и Лю, 2005 г.; Хэ, Лау, Сюй, Ли и Бут, 2000 г.; Ли, Ван и Ван, 1997 г.; Ли, Ван, Чжэн, Лю и Цзя, 1993 г.; Ван, Цзян , Wu, & Wang, 2001; Xiong, Kadota, Tani, & Namba, 1996), улучшение половой функции (Xie & Wu, 1993; Zong, He, Wu, & Chen, 1996) и седативный эффект (Lu, 1998). .

Из-за вышеупомянутой значительной биологической активности срочно необходимы большие количества чистых соединений в качестве эталонных стандартов и для различных исследований in vitro и in vivo, связанных с использованием традиционных китайских лекарств. Поэтому становятся необходимыми эффективные методы выделения, очистки и структурной характеристики PhG. Однако такая работа обычно требует использования нескольких хроматографических этапов для очистки и выделения образцов (Gross, Lahloub, Anklin, Schulten, & Sticher, 1988; Nishimura, Sasaki, Inagaki, Chin, & Mitsuhashi, 1991; Ravn, Nishibe). , Sasahara, & Li, 1990; Shoyama, Matsumoto, & Nishioka, 1987), что обычно приводит к низкой степени извлечения из-за необратимой адсорбции PhG на твердом носителе во время разделения (Lei et al., 2001). Напротив, высокоскоростная противоточная хроматография (HSCCC) стала эффективной альтернативой традиционным хроматографическим методам выделения некоторых PhG из растительных экстрактов (Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Лей и др. успешно разделеныактеозиди 20-ацетилактеозид из Cistanches salsa (CA Mey.) G. Beck с использованием HSCCC (Lei et al., 2001). Авторы этой статьи ранее сообщали о разделенииактеозиди изоактеозид из Plantago psyllium L. от HSCCC (Li et al., 2005). Однако не было опубликовано ни одного отчета о разделении и очистке нескольких PhG изЦистанхе пустыннаяс использованием HSCCC. Из-за отсутствия стандартов методы ЖХ-МС были разработаны и использовались в качестве мощного аналитического инструмента для быстрой характеристики и идентификации некоторых PhG в растительных экстрактах (Li et al., 2005; Wang et al., 2000).

В этой статье мы сообщаем о методе HSCCC, разработанном для приготовления эхинакозида,цистанозид А, актеозид, изоактеозид и 20-ацетилактеозид изЦистанхе пустынная. Характеристика и анализ пяти выделенных PhG были выполнены с использованием ЖХ в сочетании с масс-спектрометрией ESI и ЯМР-экспериментами. Время удерживания, молекулярная масса и характерные фрагментные ионы пяти PhG представлены и обсуждаются в этой статье. Структуры пяти выделенных в этом исследовании ФГ показаны на рис. 1.

эхинакозидв цистанхе

2. Экспериментальный

2.1. Химикаты и реагенты

актеозидбыл приобретен у Sigma-Aldrich (Оак-Вилль, Онтарио), эхинакозид был приобретен у ChromaDex (Санта-Ана, Калифорния). Изоактеозид был выделен из P. psyllium L. (Li et al., 2005).Цистанхе пустыннаябыл приобретен в пекинском магазине лекарств TongRenTang (Китай). Все растворители были пригодны для ВЭЖХ и были приобретены у Caledon Laboratories Ltd. (Джорджтаун, Онтарио).

2.2. Базовые приготовления

Цистанхе пустынная(20 г) экстрагировали пять раз при комнатной температуре в течение 12 часов каждый раз 100 мл 80-процентного водного этанола. Каждый раз экстракционную смесь фильтровали через фильтровальную бумагу Whatman No.1 (Whatman International Ltd., Maidstone, England). Объединенный фильтрат концентрировали до 100 мл в вакууме при температуре <40°с. полученный="" водный="" раствор="" дважды="" обезжиривали,="" каждый="" раз="" 100="" мл="" гексана,="" а="" затем="" последовательно="" экстрагировали="" пять="" раз,="" каждый="" раз="" 100="" мл="" н-бутанола.="" слои="" н-бутанола="" объединяли="" и="" концентрировали="" досуха="" в="" вакууме="" при="" температуре=""><40°с, что="" давало="" 2,2="" г="" экстракта="" н-бутанола.="" экстракт="" хранили="" при="" температуре="" -20="" градусов="" до="" выделения="">

2.3. Процедура разделения HSCCC

Препаративную HSCCC проводили на высокоскоростной противоточной хроматографии Model CCC{{0}} (Pharma-Tech Research, Балтимор, Мэриленд, США). Этот аппарат имел три последовательно соединенных препаративных змеевика (общий объем 325 мл). Скорость вращения аппарата могла регулироваться от 0 до 2000 об/мин. Система HSCCC была оснащена насосом для ВЭЖХ (Pharma-Tech Research, Балтимор, Мэриленд, США), УФ-детектором модели 450 (Alltech, США), планшетным регистратором модели L 120 E (Linseis Inc., Принстон, Дж. США), коллектор фракций (Advantec MFS Inc., США) и клапан ввода пробы с петлей пробы 10-мл.

Смесь этилацетат–этанол–вода (5:0.5:4,5, об./об./об.) энергично встряхивали в делительной воронке, оставляли стоять и разделялись при комнатной температуре. Две фазы использовали в HSCCC после того, как они достигли равновесия. Вся спиральная колонка была сначала заполнена верхним слоем, который служит стационарной фазой. Затем нижний слой (подвижная фаза) закачивали в головной конец колонки со скоростью потока 1,5 мл/мин. Скорость вращения была установлена ​​на уровне 1050 об/мин. Образец (около 230 мг каждый раз), растворенный в 8 мл смеси этилацетат–этанол–вода (5:0,5:4,5, об./об./об.), загружали в инжекционный клапан после того, как система достигла гидродинамического равновесие. Эта двухфазная система растворителей была выбрана на основе коэффициента распределения (K), который составлял 0,87, 1,11 и 1,32 дляактеозид, изоактеозид и 20 ацетилактеозид соответственно. Величина К представляла собой отношение концентраций одного и того же соединения в верхнем и нижнем слоях по данным ВЭЖХ (рис. 2). Поток на выходе из колонки непрерывно контролировали с помощью УФ-детектора при 254 нм и собирали в пробирки с коллектором фракций, установленным на 4 мин для каждой пробирки.

2.4. условия ЛЦ

статический автоматический пробоотборник и фотодиодный матричный детектор (DAD) использовали для анализа PhG в н-бутанольном экстрактеЦистанхе пустыннаяи фракции, собранные при разделении HSCCC. Разделение проводили на колонке Phenomenex ODS-C18 (250 × 4,6 мм, 5 лм) с защитной колонкой C18. Бинарная подвижная фаза состояла из ацетонитрила (растворитель А) и воды, содержащей 2% уксусной кислоты (растворитель В). Все растворители фильтровали через

Фильтр {{0}}.45 лм перед использованием. Скорость потока поддерживали постоянной на уровне 1,0 мл/мин в течение общего времени анализа 25 мин. Система работала с градиентной программой: 0–20 мин: от 90 процентов B до 60 процентов B; 20–22 мин: от 60% В до 0% В; и 22–25 мин, от 0 процентов B до 90 процентов B. Объем вводимой пробы составлял 10 мкл. Интересующие пики контролировали при 320 нм с помощью детектора DAD.

2.5. Эксперименты ЖХ-ЭСИ-МС

Эксперименты ЖХ-МС проводились с использованием масс-спектрометра с ионной ловушкой Finnigan LCQ DECA (Thermo Finnigan, Сан-Хосе, Калифорния, США), оснащенного источником ионизации электрораспылением (ESI). Образцы анализировали в одинаковых хроматографических условиях. Для сбора данных использовалась негативная модель. Расходы защитного газа и вспомогательного газа были установлены на уровне 96 и 7 (условных единиц) соответственно. Напряжение на капилляре устанавливали на уровне 29 В, а его температуру контролировали на уровне 350 градусов. Напряжение входной линзы было зафиксировано на уровне 40 В, а амплитуда многополюсного ВЧ – на уровне 540 В. Напряжение на игле ЭСИ контролировалось на уровне 4,5 кВ. Смещение тубусной линзы составляло 16 В, смещение мультипольной линзы 1 составляло 8,20 В, а смещение мультипольной линзы 2 составляло 10,5 В. Напряжение электронного умножителя было установлено на уровне 980 В для обнаружения ионов.

2.6. ЯМР для идентификации

Спектры ЯМР записывали на спектрометре Bruker Avance-600 (Bruker BioSpin Ltd., Милтон, Канада). Только соединения 2 и 5 (стандарты отсутствуют) подвергали ЯМР-экспериментам. Образцы растворяли в CD3OD.

3. Результаты и обсуждение

3.1. Разделение HSCCC

Экстракт н-бутанолаЦистанхе пустыннаяи фракции, соответствующие каждому пику, выделенному HSCCC, анализировали с помощью ВЭЖХ, и результаты представлены на рис. 2. Пять основных соединений (пики 1–5) были разделены и обнаружены со временем удерживания 9,2 мин, 10,7 мин, 12,3 мин. ,

13,3 мин и 16,2 мин соответственно.

Успешное разделение HSCCC во многом зависит от подходящей двухфазной системы растворителей, которая обеспечивает идеальный коэффициент распределения (K) около 1 для желаемого соединения. Такая двухфазная система также должна обеспечивать достаточно короткое время установления (Chen, Games, & Jones, 2003; Foucault & Chevolot, 1998; Oka, Oka, & Ito, 1991). В нашем эксперименте мы выбрали четыре серии систем растворителей в зависимости от растворимости целевых соединений вЦистанхе пустынная. ВЭЖХ использовали для измерения концентрации в каждой фазе, по которой рассчитывали значения K целевых соединений. Две системы: этилацетат–н-бутанол–этанол–вода (4:0.6:0.6:5, об./об./об./об.) и этилацетат–вода (1: 1, об./об.), ранее использовались в HSCCC для разделенияактеозиди 20-ацетилактеозид из C. сальса,актеозиди изоактеозид из P. Psyllium соответственно (Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Хотя у первой системы было относительно короткое время отстаивания, она плохо справлялась с разделением ФГ.Цистанхе пустынная, из-за низких значений K для соединений 1 и 2 и высоких значений K для соединений 3–5. Значения K были очень низкими для соединений 1–4 во второй системе, но очень высокими для соединения 5 (табл. 1). Модифицированная система, содержащая этилацетат–этанол–вода (5:{{10}}.5:4,5, об./об./об.), дала идеальное значение K для соединений 3–5: 0,87, 1,11, и 1,32 соответственно, что привело к хорошему разделению этих трех соединений (рис. 3А и В). Однако эта система произвела

слишком маленькое значение K для соединений 1 и 2, что приводит к совместному элюированию двух соединений вблизи фронта растворителя (фракция 1 на рис. 3A). Дальнейшая модификация системы (этилацетат–н-бутанол–этанол–вода (0.5:0.5:0.1:1, об./об./об./ v) повысил значения K для соединений 1 и 2 до 0,52 и 0,92 соответственно, что привело к полному разделению (рис. 3C). На рис. 3A показано разделение HSCCC образец, содержащий 230 мг н-бутанолового экстрактаЦистанхе пустыннаяс использованием этилацетата-этанола-воды (5:0,5:4,5, об./об./об.). Фракции, которые, как было подтверждено ВЭЖХ, содержат только соединения 3, 4 или 5, объединяли по отдельности, а фракции, содержащие соединения 3 и 4, объединяли, лиофилизировали и повторно подвергали HSCCC для дальнейшего разделения (рис. 3B). Двухстадийное разделение HSCCC, описанное выше, дало в сумме 14,6 мг, 3{31}},1 мг и 25,2 мг соединений 3–5 из 1412 мг экстракта н-бутанола. На рис. 3C показано разделение HSCCC образца, содержащего соединения 1 и 2 (фракция 1 в первом разделении), с использованием этилацетата–н-бутанола–этанола–воды (0,5:0,5 :0,1:1, об/об/об/об). Всего было получено 28,5 и 18,4 мг соединений 1 и 2. Хроматографическая чистота лиофилизированных соединений 1–5 составляла более 92,5%, что непосредственно использовалось для анализов ЖХ-ЭСИ-МС и ЯМР.

3.2. Структурная идентификация с помощью ЖХ-ЭСИ-МС и ЯМР

Предварительная идентификация соединений 1, 3 и 4 была достигнута за счет совпадения времени удерживания и данных УФ-спектра с таковыми для подлинного эхинакозида,актеозиди изоактеозид (рис. 2). Соединения 2 и 5 были неизвестны, однако УФ-спектры всех пяти соединений были очень похожи, что указывало на сходные структурные особенности.

Для дальнейшего изучения структуры этих пяти соединений были предприняты эксперименты ЖХ-ЭСИ-МСн, результаты которых показаны на рис. 4 и в таблице 2. Соединения, соответствующие пикам (1–5) на рис. 2, демонстрировали интенсивные депротонированные молекулярные ионы [MH] — при m/z 785, 799, 623, 623 и 665 соответственно в отрицательной моде. Димерные ионы [2M H]- также наблюдались для пиков 1–4 на рис. 2. Это подтвердило, что молекулярные массы пиков 1–5 составляют 786, 800, 624, 624 и 666 соответственно. Данные LC-MSN (таблица 2) предоставили очень полезную структурную информацию для пяти PhG, такую ​​как нейтральная потеря

Методика эксперимента: приблизительно 1 мг каждого образца взвешивали в пробирке объемом 10 мл, в которую добавляли по 1 мл каждой фазы предварительно уравновешенной двухфазной системы растворителей. Пробирку закрывали крышкой и энергично встряхивали в течение 1 мин и оставляли стоять до полного отделения. Отбирали аликвоту по 100 мкл каждого слоя и выпаривали отдельно досуха в вакууме при<40 °c.="" the="" residue="" was="" dissolved="" in="" 10="" ll="" methanol="" and="" analyzed="" by="" hplc="" for="" determining="" the="" partition="" coefficient="" (k)="" of="" compounds="" 1–5.="" the="" k="" value="" was="" expressed="" as="" the="" peak="" area="" of="" the="" target="" compound="" in="" the="" upper="" phase="" divided="" by="" that="" in="" the="" lower="">

кофеильная часть (162), глюкозная часть (162), рамнозная часть (146), радикал CH2 (14) и группа COCH2 (42).

LC-ESI-MS пика 1 показан на рис. 4A. Депротонированный молекулярный ион [MH] — при m/z 785 с высоким содержанием и димерным депротонированным молекулярным

ион [2M H]- при m/z 1571 наблюдался в отрицательном режиме, что свидетельствует о молекулярной массе 786, что было таким же, как у эхинакозида. Дальнейшее исследование ионов с m/z 785 в эксперименте LC-MS2 дало один основной дочерний ион с m/z 623 (рис. 4B), полученный непосредственно из m/z 785 за счет потери кофеильного фрагмента или гексозного фрагмента, как [M 162 Н]—. В спектре ЖХ-МС3 с m/z 623 были обнаружены два основных иона с m/z 477 и 461 и два второстепенных иона с m/z 315 и 179 (рис. 3C, таблица 2). Различия в массе между m/z 623 и осколочными ионами m/z 477 и 461 составляли 146 и 162 соответственно, что соответствует потере рамнозного фрагмента и фрагмента глюкозы или фрагмента кофейного ощущения [M 162 H]. Ионы m/z 623 также потеряли кофеильную часть и рамнозную часть с образованием ионов m/z 315. Ион с m/z 179 образовался при отщеплении кофеильной части, при этом отрицательный заряд остался на части кофеильной части. Эксперимент LC-ESI-MSN с аутентичным эхинакозидом показал ту же картину фрагментации. Поэтому было подтверждено, что пик 1 представляет собой эхинакозид.

Для пика 2 ЖХ-ЭСИ-МС показала m/z 799 как депротонированный молекулярный ион [MH]- и m/z 1599 как его димерный ион, что указывает на молекулярную массу 800. Во время экспериментов MS2 m/z 799 ионов образовали три дочери

ионы с m/z 637, 623 и 475 (табл. 1). Ион с m/z 637 образовался непосредственно из исходного иона с m/z 799, опять же, из-за нейтральной потери кофеиловой [M-162-H]- или глюкозной части [M-162-H]-. Ион с m/z 623 образовался в результате потери радикала CH2. Ион с m/z 475 образовался в результате нейтральной потери как кофеильного фрагмента [M 162 H]-, так и глюкозного фрагмента исходного иона. В эксперименте MS3 с m/z 637 образовалось три иона с m/z 619, 491 и 475, что соответствует потерям одной воды, рамнозного звена и глюкозного фрагмента соответственно. Дочерний ион m/z 623 продуцировал m/z 461 и 315 в исследовании MS3, которые следовали тем же путям фрагментации, что и эхинакозид, как обсуждалось выше. Данные LC-ESI-MSN подтвердили предварительную идентификацию пика 2 какцистанозид А.

Эксперименты LC-ESI-MS также проводились для пиков

3 и 4 (tR 12,49 и 13,46 мин на рис. 2). Оба пика показали один и тот же ион [MH]- с m/z 623 и димер с m/z 1247 в отрицательном режиме (таблица 1), что указывает на то, что они, возможно, являются изомерами с одинаковой молекулярной массой

624, то же, чтоактеозиди изоактеозид. Спектры MS2 ионов [MH]- также показали один и тот же дочерний ион с m/z 461, что указывает на потерю кофеильного фрагмента родительского иона с m/z 623 (таблица 1). Аналогичные спектры MS3 были получены для двух соединений. Для пика 3 в спектре MS3 иона с m/z 461 образуются три иона с m/z 315, 161 и 135. M/z 315 образуется после потери рамнозы, как обсуждалось ранее. Ион с m/z 161 образовался в результате расщепления кофеильного фрагмента с последующей потерей одной воды; заряд оставался на стороне кофеильного фрагмента. Ион с m/z 135 [агликон 18 H]— возникает в результате разрыва гликозидной связи в положении С1 с дополнительной потерей одной воды, оставляя заряд на части агликонового фрагмента. Спектр MS3 пика 4 следовал тому же пути фрагментации, что и пик 3, за исключением отсутствующего иона с m/z 135. Молекулярный ион и характер фрагментации этих двух соединений согласуются с литературными данными поактеозиди изоактеозид (Wang et al., 2000), хотя был обнаружен дополнительный ион m/z 153 и

обозначен как [агликон H] - Wang et al. (Ванг и др., 2000). Этот ион, возможно, был нестабилен и потерял воду, что дало m/z 135 в нашем эксперименте. На основании данных МС и времени удерживания пиков 3 и 4, соответствующих стандартам, они идентифицируются какактеозиди изоактеозид соответственно.

Данные LC-ESI-MS для пика 5 показаны в таблице 2. Депротонированный молекулярный ион [MH]- (m/z 665) был единственным ионом, обнаруженным в отрицательном режиме, что подразумевает молекулярную массу 666. Три дочерних иона наблюдались при m/z 623, 503 и 461 в эксперименте MS2 (табл. 2). Дочерние ионы с m/z 623 и 503 образовались непосредственно из родительского иона за счет потери группы СОСН2 и кофеильного фрагмента соответственно. Ион с m/z 461 образовался в результате потери как кофеильного, так и СОСН2-фрагмента [M 162 42 H] — исходного иона. В эксперименте MS m/z 623 дает m/z 461, а m/z 503 дает три иона с m/z 485, 461 и 315. Спектр MS3 дочернего иона m/z 461 дает два иона с m/z 461. и 315. Путем сравнения картины фрагментации LC-MSN пика 5 с другими соединениями, о которых сообщалось в этом исследовании, и с другими соединениями, о которых сообщалось (Li et al., 2005; Wang et al., 2000), мы пришли к выводу, что пик 5 был структурно очень родственным к актеозиду с той лишь разницей, что единица COCH3 находится в положении R3. Таким образом, пик 5 был отождествлен с 20-ацетилактеозидом (рис. 1).

Структуры двух предварительно идентифицированных соединений, пик 2 (в виде цистанозида А) и пик 5 (в виде 20-ацетилактеозида) были подтверждены с помощью 1H ЯМР. Химические сдвиги и константы связи всех протонов в соединениях 2 и 5, как показано в таблице 3, совпадают с опубликованными данными ЯМР дляцистанозид Аи 20-ацетилактеозид соответственно (Kobayashi et al., 1984, 1987). Эксперименты 2D ЯМР (дальнодействующая корреляция COSY, ROESY и CH) также были проведены в настоящем исследовании, и они дополнительно подтвердили идентификацию (данные не показаны).

фенилэтаноидгликозиды в цистанхе

4. Выводы

В настоящей статье HSCCC был успешно использован для выделения и очистки эхинакозида,цистанозид А, актеозид, изоактеозид и 20-ацетилактеозид из н-бутанольного экстракта C. Deserticola. Таким образом, это проверенное средство для полупрепаративного разделения биологически активных веществ. Между тем, структуры пяти PhG в Cistanche Deserticola были исследованы с помощью LC-ESI-MSN; были обнаружены некоторые характерные черты ФГ, позволившие определить функциональные группы в структурах. Таким образом, метод ВЭЖХ-ESI-MSN является мощным инструментом для быстрой идентификациифенилэтаноидыи их гликозиды вЦистанхе пустыннаяэкстракты, особенно при подтверждении данными ЯМР.

Подтверждение

Авторы хотели бы поблагодарить Джун Гу из Центра ядерно-магнитного резонанса Университета Гвельфа, Онтарио, Канада, за ее помощь в экспериментах ЯМР. Этот проект был частично поддержан финансированием из провинции Цзилинь, Китай (№ 20060904).

использованная литература

Чен, Л.Дж., Игры, Д.Э., и Джонс, Дж. (2003). Выделение и идентификация четырех флавоноидных компонентов из семян Oroxylum Indicum с помощью высокоскоростной противоточной хроматографии. Журнал хроматографии А, 988, 95–105.

Cheng, XY, Wei, T., Guo, B., Ni, W., & Liu, CZ (2005).Цистанхе пустыннаяклеточные суспензионные культуры:Фенилэтаноидбиосинтез гликозидов и антиоксидантная активность. Биохимия процессов, 40, 3119–3124.

Фуко, А. П., и Шеволо, Л. (1998). Противоточная хроматография: аппаратура, выбор растворителя и некоторые недавние применения для очистки натуральных продуктов. Журнал хроматографии А, 808, 3–22.

Гросс, Г.-А., Лахлуб, М.Ф., Анклин, К., Шультен, Х.-Р., и Стичер, О. (1988). Тевкриозид, фенилпропаноидный гликозид из Teucrium Chamaedrys. Фитохимия, 27, 1459–1463.

He, ZD, Lau, KM, Xu, HX, Li, PC и But, PPH (2000).

Антиоксидантная активностьфенилэтаноидгликозиды из Brandisia шанс. Журнал этнофармакологии, 71, 483–486.

Кобаяши Х., Карасава Х. и Миясе Т. (1984). Исследования компонентов Cistanchis Herba. III. Выделение и структуры новых фенилпропаноидных гликозидов,Цистанозид Аи B. Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 32, 3009–3014.

Кобаяши Х., Огучи Х., Такидзава Н., Миясе Т., Уэно А., Усмангхани К. и др. (1987). Новыйфенилэтаноидгликозиды изЦистанхеtubulosa (Schrenk) Крючок. FI Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 35, 3309–3314.

Лей, Л., Ян, Ф.К., Чжан, Т.И., Ту, П.Ф., Ву, Л.Дж. и Ито, Ю. (2001).

Препаративное выделение и очисткаактеозиди 2'-ацетилактеозид из Cistanches salsa (CA Mey) G. Beck с помощью противоточной хроматографии. Журнал хроматографии А, 912, 181–185.

Li, L., Tsao, R., Liu, ZQ, Liu, SY, Yang, R., Young, JC, et al. (2005). Выделение и очисткаактеозиди изоактеозид из Plantago psyllium L. методом высокоскоростной противоточной хроматографии. Журнал хроматографии А, 1063, 161–169.

Ли, Л.Л., Ван, XW, и Ван, XF (1997). Антилипидное перекисное окисление и антирадикальное действие гликозидов травы цистанков. China Journal of Chinese Materia Medica, 22, 364–367.

Ли, Дж., Ван, П.Ф., Чжэн, Р.Л., Лю, З.М., и Цзя, З.Дж. (1993). Защита фенилпропаноидных гликозидов Pedicularis от окислительного гемолиза in vitro. Планта Медика, 59, 315–317.

Лу, MC (1998). Исследования седативного эффектаЦистанхе пустыннаяЖурнал этнофармакологии, 59, 161–165.

Нисимура Х., Сасаки Х., Инагаки Н., Чин М. и Мицухаши Х. (1991). Девять гликозидов фенетилового спирта из Stachys szeboldzz. Фитохимия, 30, 965–969.

Ока Ф., Ока Х. и Ито Ю. (1991). Систематический поиск подходящих двухфазных систем растворителей для высокоскоростной противоточной хроматографии. Журнал хроматографии, 538, 99–108.

Равн Х., Нишибе С., Сасахара М. и Ли Х. (1990). Фенольные соединения подорожника азиатского. Фитохимия, 29, 3627–3631.

Шаповаль, Э.С., Винтер де Варгас, М.Р., Чавес, К.Г., Бриди, Р., Зуанацци, Дж.А., и Энрикес, А.Т. (1998). Противовоспалительная и антиноцицептивная активность экстрактов и изолированных соединений Stachytarpheta cayennensis. Журнал этнофармакологии, 60, 53–59. Шояма Ю., Мацумото М. и Нисиока И. (1987). Фенольные гликозиды из больных корней Rehmannia glutinosa Var. Пурпуреа. Фитохимия, 26, 983–986.

Ван, XW, Цзян, XY, Ву, LY и Ван, XF (2001). Очищающий эффект гликозидовЦистанхе пустыннаяна свободные радикалы и его защиту от повреждения ДНК, вызванного ОН in vitro. Журнал китайской фармакологии, 36, 29–31.

Ван, Ю.М., Чжан, С.Дж., Луо, Г.А., Ху, Ю.Н., Ху, Дж.П., Лю, Л., Чжу,

Ю. и Ван, Х. Дж. (2000). Анализфенилэтаноидгликозиды в экстракте травы цистанхиса методом ЖХ/ЭСИ-МС/МС. Acta Pharmaceutica Sinica, 35, 839–842.

Вонг, К.-К., Ли, Х.-Б., Ченг, К.-В., и Чен, Ф. (2006). Систематический обзор антиоксидантной активности 30 китайских лекарственных растений с использованием анализа антиоксидантной способности восстановления железа. Пищевая химия, 97, 705–711. Се, Дж. Х. и Ву, К. Ф. (1993). Действие спиртового экстрактаЦистанхе пустыннаяна содержание моноаминовых нейротрансмиттеров у крыс

мозг. Китайские традиционные и травяные лекарства, 24, 417–419.

Сюн, К., Хасэ, К., Тэдзука, Ю., Тани, Т., Намба, Т., и Кадота, С. (1998). Гепатопротекторная активностьфенилэтаноидыизЦистанхе пустынная. Планта Медика, 64, 120–125.

Сюн, QB, Кадота, С., Тани, Т., и Намба, Т. (1996). Антиоксидантное действие фенилэтаноидовЦистанхе пустынная. Биологический и фармацевтический бюллетень, 19, 1580–1585.

Зонг Г., Хе В., Ву Г.Л. и Чен Л.Х. (1996). Сравнения междуЦистанхе пустыннаяYC Ма иЦистанхетубулярный (Schenk) Wight на некоторые фармакологические активности. Журнал традиционной китайской медицины, 21, 436–438.