Выделение и очистка фенилэтаноидных гликозидов из Cistanche Deserticola методом высокоскоростной противоточной хроматографии

Контактное лицо: Одри Ху Whatsapp/hp: 0086 13880143964 Электронная почта:audrey.hu@wecistanche.com

Ли а, б, Ронг Цао б, *, Рэймонд Ян б, Чуньмин Лю а, Дж. Кристофер Янг б, Хунхуэй Чжу б

Абстрактный

Были выделены и очищены изЦистанхе пустыннаявпервые с помощью высокоскоростной противоточной хроматографии (HSCCC) с использованием двух двухфазных систем, одна из которых состоит из этилацетата-этанола-воды (5:0.5:4,5, об./об./об.), а другая этилацетат–н-бутанол–этанол–вода ({{10}},5:0,5:0,1:1, об./об./об./об.). Из 1412 мг н-бутанольного экстракта C. Deserticola было очищено в общей сложности 28,5 мг эхинакозида, 18,4 мг цистанозида А, 14,6 мг актеозида, 30,1 мг изоактеозида и 25,2 мг 20-ацетилактеозида. с чистотой более 92,5%, как определено с помощью ВЭЖХ. Структуры идентифицировали по времени удерживания, УФ, ЖХ-ЭСИ-МС в режиме отрицательных ионов и подтверждали экспериментами ЯМР. Обсуждается характерный образец фрагментации LC-ESI-MSn пяти соединений, который оказался очень специфическим и полезным инструментом для структурной идентификации PhG из этого важного лекарственного растения.

Ключевые слова:Цистанхе пустынная; фенилэтаноид; эхинакозид; Цистанозид А; актеозид; изоактеозид; 20-ацетилактеозид; ГСКК; ЖХ-ЭСИ-МС; ЯМР

1. Введение

Цистанхе пустынная YC Maявляется хорошо известным китайским растительным лекарственным средством и широко используется в традиционных препаратах, аналогичных сегодняшним функциональным пищевым ингредиентам или пищевым добавкам (Wong, Li, Cheng, & Chen, 2006). Основными биологически активными компонентами C. Deserticola являются фенилэтаноидные гликозиды (PhG), в том числе эхинакозид, актеозид, изоактеозид, 20-ацетилактеозид и цистанозид А (Kobayashi, Karasawa, & Miyase, 1984; Kobayashi et al., 1987). PhG широко распространены в растительном мире, и их различные биологические функции, такие как гепатопротекторная (Xiong et al., 1998), противовоспалительная, антиноцицептивная активность (Schapoval et al., 1998) и антиоксидантная активность, тщательно изучались ( Ченг, Вэй, Го, Ни и Лю, 2005 г.; Хэ, Лау, Сюй, Ли и Бут, 2000 г.; Ли, Ван и Ван, 1997 г.; Ли, Ван, Чжэн, Лю и Цзя, 1993 г.; Ван, Jiang, Wu, & Wang, 2001; Xiong, Kadota, Tani, & Namba, 1996), улучшение половой функции (Xie & Wu, 1993; Zong, He, Wu, & Chen, 1996) и седативный эффект (Lu, 1998). ).

Из-за вышеупомянутой значительной биологической активности срочно необходимы большие количества чистых соединений в качестве эталонных стандартов и для различных исследований in vitro и in vivo, связанных с использованием традиционных китайских лекарств. Следовательно, становятся необходимыми эффективные методы выделения, очистки и структурной характеристики PhG. Однако такая работа обычно требует использования нескольких хроматографических этапов для очистки и выделения образцов (Gross, Lahloub, Anklin, Schulten, & Sticher, 1988; Nishimura, Sasaki, Inagaki, Chin, & Mitsuhashi, 1991; Ravn, Nishibe). , Sasahara, & Li, 1990; Shoyama, Matsumoto, & Nishioka, 1987), что обычно приводит к низкой степени извлечения из-за необратимой адсорбции PhG на твердом носителе во время разделения (Lei et al., 2001). Напротив, высокоскоростная противоточная хроматография (HSCCC) стала эффективной альтернативой традиционным хроматографическим методам выделения некоторых PhG из растительных экстрактов (Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Лей и др. успешно отделить актеозид и 20-ацетилактеозид отЦистанчес сальса(CA Mey.) G. Beck с использованием HSCCC (Lei et al., 2001). Авторы этой статьи ранее сообщали о разделении актеозида и изоактеозида из Plantago psyllium L. с помощью HSCCC (Li et al., 2005). Однако не было опубликовано ни одного отчета о выделении и очистке нескольких PhG из C. Deserticola с использованием HSCCC. Из-за отсутствия стандартов методы ЖХ-МС были разработаны и использовались в качестве мощного аналитического инструмента для быстрой характеристики и идентификации некоторых PhG в растительных экстрактах (Li et al., 2005; Wang et al., 2000).

В этой статье мы сообщаем о методе HSCCC, разработанном для получения эхинакозида, цистанозида А, актеозида, изоактеозида и 20-ацетилактеозида из C. Deserticola. Характеристика и анализ пяти выделенных PhG были выполнены с использованием ЖХ в сочетании с масс-спектрометрией ESI и ЯМР-экспериментами. Время удерживания, молекулярная масса и характерные фрагментные ионы пяти PhG представлены и обсуждаются в этой статье. Структуры пяти ФГ, идентифицированных в этом исследовании, показаны на рис. 1.

Эффективные ингредиенты цистанхе пустынной

2. Экспериментальный

2.1. Химикаты и реагенты

Актеозид был приобретен у Sigma-Aldrich (Оук-Вилль, Онтарио), эхинакозид был приобретен у ChromaDex (Санта-Ана, Калифорния). Изоактеозид был выделен из P. psyllium L. (Li et al., 2005). C. Deserticola была приобретена в пекинском магазине TongRenTang Medicinal Store (Китай). Все растворители были пригодны для ВЭЖХ и были приобретены у Caledon Laboratories Ltd. (Джорджтаун, Онтарио).

2.2. Базовые приготовления

C. Deserticola (20 г) пять раз экстрагировали при комнатной температуре в течение 12 часов каждый раз 100 мл 80-процентного водного этанола. Каждый раз экстракционную смесь фильтровали через фильтровальную бумагу Whatman No.1 (Whatman International Ltd., Maidstone, England). Объединенный фильтрат концентрировали до 100 мл в вакууме при температуре <40°с. полученный="" водный="" раствор="" дважды="" обезжиривали,="" каждый="" раз="" по="" 100="" мл="" гексана,="" а="" затем="" последовательно="" экстрагировали="" пять="" раз,="" каждый="" раз="" по="" 100="" мл="" н-бутанола.="" слои="" н-бутанола="" объединяли="" и="" концентрировали="" досуха="" в="" вакууме="" при="" температуре=""><40°с, что="" давало="" 2,2="" г="" экстракта="" н-бутанола.="" экстракт="" хранили="" при="" температуре="" -20="" градусов="" до="" выделения="">

2.3. Процедура разделения HSCCC

Препаративную HSCCC проводили на высокоскоростной противоточной хроматографии Model CCC{{0}} (Pharma-Tech Research, Балтимор, Мэриленд, США). Этот аппарат имел три последовательно соединенных препаративных змеевика (общий объем 325 мл). Скорость вращения аппарата могла регулироваться от 0 до 2000 об/мин. Система HSCCC была оснащена насосом для ВЭЖХ (Pharma-Tech Research, Балтимор, Мэриленд, США), УФ-детектором модели 450 (Alltech, США), планшетным регистратором модели L 120 E (Linseis Inc., Принстон, Дж. США), коллектор фракций (Advantec MFS Inc., США) и клапан ввода пробы с петлей пробы 10-мл.

Смесь этилацетат–этанол–вода (5:0.5:4,5, об./об./об.) энергично встряхивали в делительной воронке, оставляли стоять и разделялись при комнатной температуре. Две фазы использовали в HSCCC после того, как они достигли равновесия. Вся спиральная колонка была сначала заполнена верхним слоем, который служит стационарной фазой. Затем нижний слой (подвижная фаза) закачивали в головной конец колонки со скоростью потока 1,5 мл/мин. Скорость вращения была установлена ​​на уровне 1050 об/мин. Образец (около 230 мг каждый раз), растворенный в 8 мл смеси этилацетат–этанол–вода (5:0,5:4,5, об./об./об.), загружали в инжекционный клапан после того, как система достигла гидродинамического равновесие. Эта двухфазная система растворителей была выбрана на основе коэффициента распределения (K), который составлял 0,87, 1,11 и 1,32 для актеозида, изоактеозида и 20-ацетилактеозида соответственно. Величина К представляла собой отношение концентраций одного и того же соединения в верхнем и нижнем слоях по данным ВЭЖХ (рис. 2). Поток на выходе из колонки непрерывно контролировали с помощью УФ-детектора при 254 нм и собирали в пробирки с коллектором фракций, установленным на 4 мин для каждой пробирки.

2.4. условия ЛЦ

статический автоматический пробоотборник и матричный фотодиодный детектор (DAD) использовали для анализа PhG в н-бутанольном экстракте C. Deserticola и фракциях, собранных при разделении HSCCC. Разделение проводили на колонке Phenomenex ODS-C18 (250 × 4,6 мм, 5 лм) с защитной колонкой C18. Бинарная подвижная фаза состояла из ацетонитрила (растворитель А) и воды, содержащей 2% уксусной кислоты (растворитель В). Все растворители фильтровали через

Фильтр {{0}}.45 лм перед использованием. Скорость потока поддерживали постоянной на уровне 1,0 мл/мин в течение общего времени анализа 25 мин. Система работала с градиентной программой: 0–20 мин: от 90 процентов B до 60 процентов B; 20–22 мин: от 60% В до 0% В; и 22–25 мин, от 0 процентов B до 90 процентов B. Объем вводимой пробы составлял 10 мкл. Интересующие пики контролировали при 320 нм с помощью детектора DAD.

2.5. Эксперименты ЖХ-ЭСИ-МС

Эксперименты ЖХ-МС проводились с использованием масс-спектрометра с ионной ловушкой Finnigan LCQ DECA (Thermo Finnigan, Сан-Хосе, Калифорния, США), оснащенного источником ионизации электрораспылением (ESI). Образцы анализировали в одинаковых хроматографических условиях. Для сбора данных использовалась негативная модель. Расходы защитного газа и вспомогательного газа были установлены на уровне 96 и 7 (условных единиц) соответственно. Напряжение на капилляре устанавливали на уровне 29 В, а его температуру контролировали на уровне 350 градусов. Напряжение входной линзы было зафиксировано на уровне 40 В, а амплитуда многополюсного ВЧ – на уровне 540 В. Напряжение на игле ЭСИ контролировалось на уровне 4,5 кВ. Смещение тубусной линзы составляло 16 В, смещение мультипольной линзы 1 составляло 8,20 В, а смещение мультипольной линзы 2 составляло 10,5 В. Напряжение электронного умножителя было установлено на уровне 980 В для обнаружения ионов.

2.6. ЯМР для идентификации

Спектры ЯМР записывали на спектрометре Bruker Avance-600 (Bruker BioSpin Ltd., Милтон, Канада). Только соединения 2 и 5 (стандарты отсутствуют) подвергали ЯМР-экспериментам. Образцы растворяли в CD3OD.

Активные ингредиенты цистанхе: эхинакозид и актеозид

3. Результаты и обсуждение

Успешное разделение HSCCC во многом зависит от подходящей двухфазной системы растворителей, которая обеспечивает идеальный коэффициент распределения (K) около 1 для желаемого соединения. Такая двухфазная система также должна обеспечивать достаточно короткое время установления (Chen, Games, & Jones, 2003; Foucault & Chevolot, 1998; Oka, Oka, & Ito, 1991). В нашем эксперименте мы выбрали четыре серии систем растворителей в зависимости от растворимости целевых соединений в C. Deserticola. ВЭЖХ использовали для измерения концентрации в каждой фазе, по которой рассчитывали значения K целевых соединений. Ранее использовались две системы: этилацетат–н-бутанол–этанол–вода (4:0,6:0,6:5, об./об./об./об.) и этилацетат–вода (1:1, об./об.). HSCCC для отделения актеозидов и 20-ацетилактеозидов от

C. salsa, а также актеозид и изоактеозид из P. Psyllium,

соответственно (Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Хотя первая система имела относительно короткое время осаждения, она плохо справилась с разделением ФГ C. Deserticola из-за низких значений K для соединений 1 и 2 и высоких значений K для соединений 3–5. Значения K были очень низкими для соединений 1–4 во второй системе, но очень высокими для соединения 5 (табл. 1). Модифицированная система, содержащая этилацетат–этанол–вода (5:0,5:4,5, об./об./об.), дала идеальное значение К для соединений 3–5, равное 0,87, 1,11 и 1,32 соответственно, и обеспечила хорошее разделение. из этих трех соединений (рис. 3А и В). Однако эта система произвела

слишком маленькое значение K для соединений 1 и 2, что приводит к совместному элюированию двух соединений вблизи фронта растворителя (фракция 1 на рис. 3A). Дальнейшая модификация системы (этилацетат–н-бутанол–этанол–вода (0.5:0.5:0.1:1, об./об./об./ v) повысил значения K для соединений 1 и 2 до 0,52 и 0,92 соответственно, что привело к полному разделению (рис. 3C). На рис. 3A показано разделение HSCCC образец, содержащий 230 мг н-бутанольного экстракта C. Deserticola с использованием смеси этилацетат-этанол-вода (5:0,5:4,5, об./об./об.). Подтвержденные фракции ВЭЖХ, чтобы содержать только соединения 3, 4 или 5, объединяли по отдельности, а соединения, содержащие соединения 3 и 4, объединяли, сушили вымораживанием и повторно подвергали HSCCC для дальнейшего разделения (рис. 3B). Описанное выше разделение HSCCC дало в сумме 14,6 мг, 3{57}},1 мг и 25,2 мг соединений 3–5 из 1412 мг экстракта н-бутанола.На рис. 3C показано разделение HSCCC образца, содержащего соединения 1. и 2 (фракция 1 при первом разделении) с использованием смеси этилацетат–н-бутанол–этанол–вода (0,5:0,5:0,1:1, об./об./об./об.), всего 28,5 и 1 Получали 8,4 мг соединений 1 и 2. Хроматографическая чистота лиофилизированных соединений 1–5 составляла более 92,5%, что непосредственно использовалось для анализов ЖХ-ЭСИ-МС и ЯМР.

Предварительная идентификация соединений 1, 3 и 4 была достигнута по совпадению времени удерживания и данных УФ-спектра с таковыми для аутентичных эхинакозида, актеозида и изоактеозида (рис. 2). Соединения 2 и 5 были неизвестны, однако УФ-спектры всех пяти соединений были очень похожи, что указывало на сходные структурные особенности.

Для дальнейшего изучения структуры этих пяти соединений были предприняты эксперименты ЖХ-ЭСИ-МСн, результаты которых показаны на рис. 4 и в таблице 2. Соединения, соответствующие пикам (1–5) на рис. 2, демонстрировали интенсивные депротонированные молекулярные ионы [MH] — при m/z 785, 799, 623, 623 и 665 соответственно в отрицательной моде. Димерные ионы [2M H]- также наблюдались для пиков 1–4 на рис. 2. Это подтвердило, что молекулярные массы пиков 1–5 составляют 786, 800, 624, 624 и 666 соответственно. Данные LC-MSN (таблица 2) предоставили очень полезную структурную информацию для пяти PhG, такую ​​как нейтральная потеря экспериментальной процедуры: приблизительно 1 мг каждого образца взвешивали в пробирке объемом 10 мл, в которую помещали 1 мл каждой фазы. добавляют предварительно уравновешенную двухфазную систему растворителей. Пробирку закрывали крышкой и энергично встряхивали в течение 1 мин и оставляли стоять до полного отделения. Отбирали аликвоту по 100 мкл каждого слоя и выпаривали отдельно досуха в вакууме при<40 °c.="" the="" residue="" was="" dissolved="" in="" 10="" ll="" methanol="" and="" analyzed="" by="" hplc="" for="" determining="" the="" partition="" coefficient="" (k)="" of="" compounds="" 1–5.="" the="" k="" value="" was="" expressed="" as="" the="" peak="" area="" of="" the="" target="" compound="" in="" the="" upper="" phase="" divided="" by="" that="" in="" the="" lower="">

LC-ESI-MS пика 1 показан на рис. 4A. Депротонированный молекулярный ион [MH] — с m/z 785 с высоким содержанием и димерным депротонированным молекулярным.ион [2M H]- при m/z 1571 наблюдался в отрицательном режиме, что свидетельствует о молекулярной массе 786, что было таким же, как у эхинакозида. Дальнейшее исследование ионов с m/z 785 в эксперименте LC-MS2 дало один основной дочерний ион с m/z 623 (рис. 4B), полученный непосредственно из m/z 785 за счет потери кофеильного фрагмента или гексозного фрагмента, как [M 162 Н]—. В спектре ЖХ-МС3 с m/z 623 были обнаружены два основных иона с m/z 477 и 461 и два второстепенных иона с m/z 315 и 179 (рис. 3C, таблица 2). Различия в массе между m/z 623 и осколочными ионами m/z 477 и 461 составляли 146 и 162 соответственно, что соответствует потере рамнозного звена и глюкозного фрагмента или кофеильного фрагмента [M 162 H]-. Ионы m/z 623 также потеряли кофеильную часть и рамнозную часть с образованием ионов m/z 315. Ион с m/z 179 образовался в результате отщепления кофеильной части, при этом отрицательный заряд остался на части кофеильной части. Эксперимент LC-ESI-MSN с аутентичным эхинакозидом показал ту же картину фрагментации. Поэтому было подтверждено, что пик 1 представляет собой эхинакозид.

Для пика 2 ЖХ-ЭСИ-МС показала m/z 799 как депротонированный молекулярный ион [MH]- и m/z 1599 как его димерный ион, что указывает на молекулярную массу 800. Во время экспериментов MS2 m/z 799 ионов образовали три дочерних иона с m/z 637, 623 и 475 (табл. 1). Ион с m/z 637 образовался непосредственно из исходного иона с m/z 799, опять же, из-за нейтральной потери кофеиловой [M-162-H]- или глюкозной части [M-162-H]-. Ион с m/z 623 образовался в результате потери радикала CH2. Ион с m/z 475 образовался в результате нейтральной потери как кофеильного фрагмента [M 162 H]-, так и глюкозного фрагмента исходного иона. В эксперименте MS3 с m/z 637 образовалось три иона с m/z 619, 491 и 475, что соответствует потерям одной воды, рамнозного звена и глюкозного фрагмента соответственно. Дочерний ион m/z 623 продуцировал m/z 461 и 315 в исследовании MS3, которые следовали тем же путям фрагментации, что и эхинакозид, как обсуждалось выше. Данные LC-ESI-MSN подтвердили предварительную идентификацию пика 2 как цистанозида A. Оба пика показали один и тот же ион [MH]- с m/z 623 и димер с m/z 1247 в отрицательном режиме (таблица 1), что указывает на возможно, это изомеры с одинаковой молекулярной массой

624, то же, что актеозид и изоактеозид. Спектры MS2 ионов [MH]- также показали один и тот же дочерний ион с m/z 461, что указывает на потерю кофеильного фрагмента родительского иона с m/z 623 (таблица 1). Аналогичные спектры MS3 были получены для двух соединений. Для пика 3 в спектре MS3 иона с m/z 461 образуются три иона с m/z 315, 161 и 135. M/z 315 образуется после потери рамнозы, как обсуждалось ранее. Ион с m/z 161 образовался в результате расщепления кофеильного фрагмента с последующей потерей одной воды; заряд оставался на стороне кофеильного фрагмента. Ион с m/z 135 [агликон 18 H]— возникает в результате разрыва гликозидной связи в положении С1 с дополнительной потерей одной воды, оставляя заряд на части агликонового фрагмента. Спектр MS3 пика 4 следовал тому же пути фрагментации, что и пик 3, за исключением отсутствующего иона с m/z 135. Молекулярный ион и характер фрагментации этих двух соединений согласуются с литературными данными об актеозиде и изоактеозиде (Wang et al. ., 2000), хотя был обнаружен дополнительный ион m/z 153, а данные протонного ЯМР цистанозида А и 20-ацетилактеозида были отнесены к [агликону Н] - Wang et al. (Ванг и др., 2000). Этот ион, возможно, был нестабилен и потерял воду, что дало m/z 135 в нашем эксперименте. На основании данных МС и конгруэнтного времени удерживания пиков 3 и 4 со стандартами они идентифицированы как актеозид и изоактеозид соответственно.

Данные LC-ESI-MS для пика 5 показаны в таблице 2. Депротонированный молекулярный ион [MH]- (m/z 665) был единственным ионом, обнаруженным в отрицательном режиме, что подразумевает молекулярную массу 666. Три дочерних иона наблюдались при m/z 623, 503 и 461 в эксперименте MS2 (табл. 2). Дочерние ионы с m/z 623 и 503 образовались непосредственно из родительского иона за счет потери группы СОСН2 и кофеильного фрагмента соответственно. Ион с m/z 461 образовался в результате потери как кофеильного, так и СОСН2-фрагмента [M 162 42 H] — исходного иона. В эксперименте MS m/z 623 дает m/z 461, а m/z 503 дает три иона с m/z 485, 461 и 315. Спектр MS3 дочернего иона m/z 461 дает два иона с m/z 461. и 315. Путем сравнения картины фрагментации LC-MSN пика 5 с другими соединениями, о которых сообщалось в этом исследовании, и с другими соединениями, о которых сообщалось (Li et al., 2005; Wang et al., 2000), мы пришли к выводу, что пик 5 был структурно очень родственным к актеозиду с той лишь разницей, что единица COCH3 находится в положении R3. Таким образом, пик 5 был отождествлен с 20-ацетилактеозидом (рис. 1).

Структуры двух предварительно идентифицированных соединений, пик 2 (в виде цистанозида А) и пик 5 (в виде 20-ацетилактеозида) были подтверждены с помощью 1H ЯМР. Химические сдвиги и константы связи всех протонов в соединениях 2 и 5, как показано в таблице 3, совпадают с опубликованными данными ЯМР для цистанозида А и 20-ацетилактеозида соответственно (Kobayashi et al., 1984, 1987). . Эксперименты 2D ЯМР (дальнодействующая корреляция COSY, ROESY и CH) также были проведены в настоящем исследовании, и они дополнительно подтвердили идентификацию (данные не показаны).

Актеозид из Cistanche Deserticola

4. Выводы

В настоящей статье HSCCC был успешно использован для выделения и очистки эхинакозида, цистанозида А, актеозида, изоактеозида и 20-ацетилактеозида из н-бутанольного экстракта C. Deserticola. Таким образом, это проверенное средство для полупрепаративного разделения биологически активных веществ. Тем временем структуры пяти PhG у C. Deserticola были исследованы с помощью LC-ESI-MSN; были обнаружены некоторые характерные черты ФГ, позволившие определить функциональные группы в структурах. Таким образом, метод LC-ESI-MSN является мощным инструментом для быстрой идентификации фенилэтаноидов и их гликозидов в экстрактах C. Deserticola, особенно при подтверждении данными ЯМР.

Подтверждение

Авторы хотели бы поблагодарить Джун Гу из Центра ядерного магнитного резонанса Университета Гвельфа, Онтарио, Канада, за ее помощь в экспериментах ЯМР. Этот проект был частично поддержан финансированием из провинции Цзилинь, Китай (№ 20060904).

использованная литература

Чен, Л.Дж., Игры, Д.Э., и Джонс, Дж. (2003). Выделение и идентификация четырех флавоноидных компонентов из семян Oroxylum Indicum с помощью высокоскоростной противоточной хроматографии. Журнал хроматографии А, 988, 95–105.

Cheng, XY, Wei, T., Guo, B., Ni, W., & Liu, CZ (2005). Культуры суспензии клеток Cistanche Deserticola: биосинтез фенилэтаноидных гликозидов и антиоксидантная активность. Биохимия процессов, 40, 3119–3124.

Фуко, А. П., и Шеволо, Л. (1998). Противоточная хроматография: аппаратура, выбор растворителя и некоторые недавние применения для очистки натуральных продуктов. Журнал хроматографии А, 808, 3–22.

Гросс, Г.-А., Лахлуб, М.Ф., Анклин, К., Шультен, Х.-Р., и Стичер, О. (1988). Тевкриозид, фенилпропаноидный гликозид из Teucrium Chamaedrys. Фитохимия, 27, 1459–1463.

He, ZD, Lau, KM, Xu, HX, Li, PC и But, PPH (2000). Антиоксидантная активность фенилэтаноидных гликозидов из брэндизии шансов. Журнал этнофармакологии, 71, 483–486.

Кобаяши Х., Карасава Х. и Миясе Т. (1984). Исследования компонентов Cistanchis Herba. III. Выделение и структура новых фенилпропаноидных гликозидов, цистанозидов А и В. Химический и фармацевтический бюллетень, 32, 3009–3014.

Кобаяши Х., Огучи Х., Такидзава Н., Миясе Т., Уэно А., Усмангхани К. и др. (1987). Новые фенилэтаноидные гликозиды из Cistanche tubulosa (Schrenk) Hook. ФИ. Химический и фармацевтический бюллетень, 35, 3309–3314.

Лей, Л., Ян, Ф.К., Чжан, Т.И., Ту, П.Ф., Ву, Л.Дж. и Ито, Ю. (2001). Препаративное выделение и очистка актеозида и 2'-ацетилактеозида из Cistanches salsa (CA Mey) G. Beck с помощью противоточной хроматографии. Журнал хроматографии А, 912, 181–185.

Li, L., Tsao, R., Liu, ZQ, Liu, SY, Yang, R., Young, JC, et al. (2005). Выделение и очистка актеозида и изоактеозида из Plantago psyllium L. с помощью высокоскоростной противоточной хроматографии. Журнал хроматографии А, 1063, 161–169.

Ли, Л.Л., Ван, XW, и Ван, XF (1997). Антилипидное перекисное окисление и антирадикальное действие гликозидов травы цистанков. China Journal of Chinese Materia Medica, 22, 364–367.

Ли, Дж., Ван, П.Ф., Чжэн, Р.Л., Лю, З.М., и Цзя, З.Дж. (1993). Защита фенилпропаноидных гликозидов Pedicularis от окислительного гемолиза in vitro. Планта Медика, 59, 315–317.

Лу, MC (1998). Исследования седативного эффекта цистанхе пустынной. Журнал этнофармакологии, 59, 161–165.

Нисимура Х., Сасаки Х., Инагаки Н., Чин М. и Мицухаши Х. (1991). Девять гликозидов фенетилового спирта из Stachys szeboldzz. Фитохимия, 30, 965–969.

Ока Ф., Ока Х. и Ито Ю. (1991). Систематический поиск подходящих двухфазных систем растворителей для высокоскоростной противоточной хроматографии. Журнал хроматографии, 538, 99–108.

Равн Х., Нишибе С., Сасахара М. и Ли Х. (1990). Фенольные соединения подорожника азиатского. Фитохимия, 29, 3627–3631.

Шаповаль, Э.С., Винтер де Варгас, М.Р., Чавес, К.Г., Бриди, Р., Зуанацци, Дж.А., и Энрикес, А.Т. (1998). Противовоспалительная и антиноцицептивная активность экстрактов и изолированных соединений Stachytarpheta cayennensis. Журнал этнофармакологии, 60, 53–59.

Шояма Ю., Мацумото М. и Нисиока И. (1987). Фенольные гликозиды из больных корней Rehmannia glutinosa Var. Пурпуреа. Фитохимия, 26, 983–986.

Ван, XW, Цзян, XY, Ву, LY и Ван, XF (2001). Очищающее действие гликозидов цистанхе пустынного на свободные радикалы и его защита от повреждения ДНК, вызванного ОН, in vitro. Журнал китайской фармакологии, 36, 29–31.