Долгосрочное наблюдение за иммунитетом, специфичным к Mycoplasma Hyopneumoniae, у вакцинированных свиней

Абстрактный

Микоплазма гипопноэ подвижная является основным возбудителем энзоотической пневмонии свиней. Чтобы свести к минимуму экономические потери, вызванные этим заболеванием, обычно практикуется мобильная вакцинация против M. hyppnea. Однако сохранение вакциноиндуцированного иммунитета, особенно клеточно-опосредованного, к M. hyopneumoniae, до момента убоя еще не исследовано. Таким образом, на двух товарных фермах 25 свиней (n=50) получали коммерческий бактерин внутримышечно в 16-дневном возрасте. Каждый месяц анализировали наличие сывороточных антител, специфичных к M. hyopneumoniae, и оценивали пролиферацию продукции TNF-, IFN- и IL-17A различными подпопуляциями Т-клеток в крови с использованием тестов воспоминания. В обоих хозяйствах предполагалось естественное заражение M. hyopneumoniae. Однако исследуемые свиньи оставались отрицательными по M. hyopneumoniae почти на протяжении всего исследования. После вакцинации сероконверсия не наблюдалась, и все поросята становились серонегативными в возрасте двух месяцев. Кинетика частот субпопуляции Т-клеток была схожей на обеих фермах. CD4+CD8+ Т-клетки, продуцирующие мобильные цитокины Mycoplasma hyppnea, были обнаружены в крови свиней с обеих ферм в возрасте одного месяца, но их количество значительно уменьшалось с возрастом. С другой стороны, пролиферация Т-клеток после стимуляции M. hyopneumoniae in vitro наблюдалась до конца периода откорма. Кроме того, различий в гуморальном и клеточно-опосредованном иммунном ответе после вакцинации против M. hyopneumoniae не наблюдалось между свиньями с антителами материнского происхождения и без них. В этом исследовании документально подтверждены долгосрочные иммунные реакции, вызванные мобильной вакциной против M. hyppnea, у свиней на откорме в полевых условиях. Необходимы дальнейшие исследования для изучения влияния естественной инфекции на эти реакции.

Польза цистанхе для мужчин – укрепление иммунной системы

Нажмите здесь, чтобы просмотреть продукты Cistanche Enhance Immunity

【Запросить дополнительную информацию】 Электронная почта:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

Ключевые слова

Mycoplasma hyopneumoniae, свиньи, продольное исследование, вакциноиндуцированный иммунитет, клеточный иммунитет

Введение

Одним из важнейших респираторных возбудителей свиней является Mycoplasma hyopneumoniae (M. hyopneumoniae). Это основной возбудитель энзоотической пневмонии, эндемичный для большинства ферм и ответственный за значительные экономические потери в свиноводстве во всем мире [1, 2]. Вакцинация является наиболее часто используемой практикой борьбы с M. hyopneumoniae, поскольку она может свести к минимуму клинические признаки и потери работоспособности, а также снизить затраты на лечение [3]. Целью вакцинации M. hyopneumoniae является повышение патоген-специфического иммунного ответа, который быстро и эффективно отвечает на естественную инфекцию M. hyopneumoniae. Большинство коммерчески доступных вакцин против M. hyopneumoniae для свиней зарегистрированы для введения в возрасте от одной до трех недель [4]. Возникновение мобильного специфического иммунитета к M. hyppnea варьирует от одной до четырех недель и направлено на защиту от инфекций в течение всего периода откорма, вплоть до убоя [4]. В целом, вакцинация или заражение свиней запускает дифференцировку В-клеток памяти и CD4+CD8+ Т-клеток, обеспечивая быстрый выработку антител и клеточно-опосредованный иммунный ответ после второго контакта с патогеном [5]. . Вакцинация против M. hyopneumoniae может привести к сероконверсии и увеличению количества специфических антител к M. hyopneumoniae локально в дыхательных путях [6–9]. У вакцинированных животных наблюдались более высокие уровни лимфоцитов, продуцирующих IFN- -, а также более высокая скорость пролиферации лимфоцитов после стимуляции M. hyopneumoniae in vitro по сравнению с невакцинированными животными [9–11]. Кроме того, после вакцинации M. hyopneumoniae были обнаружены полифункциональные CD4+CD8- и CD4-CD8+ Т-клетки, продуцирующие INF- и TNF- [12]. Однако не совсем ясно, как долго сохраняется иммунитет, индуцированный мобильной специфической вакциной к M. hyppnea. В большинстве исследований эффективности вакцины против M. hyopneumoniae свиньям уже через несколько недель после вакцинации проверяют кашель, иммунные параметры, патогенную нагрузку и поражение легких [13–16]. При изучении долгосрочной эффективности, в основном в полевых испытаниях, часто исследовались только производственные параметры и поражение легких при убое, а иммунные параметры не исследовались или исследовались плохо [17–20]. Насколько нам известно, специфический вакциноиндуцированный клеточный иммунитет M. hyopneumoniae с момента вакцинации до убоя в полевых условиях еще не исследован. Помимо вакцинации поросят, широко используемой практикой акклиматизации является вакцинация племенных свинок против M. hyopneumoniae [21]. CD4+CD8+, специфичные для Mycoplasma hyopneumoniae, и полифункциональные CD4-CD8- Т-клетки присутствуют после вакцинации племенных животных [22]. Поросята, получающие молозиво от иммунизированных свиноматок, имеют в крови высокие уровни специфичных к M. hyopneumoniae материнских антител (MDA) и клеточно-опосредованного иммунитета, которые могут сохраняться до отъема или даже дольше [7, 22, 23]. Когда поросят вакцинируют против M. hyopneumoniae в присутствии (высоких уровней) MDA, сероконверсия часто отсутствует [24–26]. Однако пролиферационная реакция лимфоцитов после стимуляции in vitro была значительно выше у поросят, вакцинированных M. hyopneumoniae, по сравнению с невакцинированными поросятами, независимо от уровня MDA [26]. Хотя эти авторы показали, что клеточный иммунитет активируется после вакцинации M. hyopneumoniae в присутствии высоких уровней MDA, необходима дальнейшая дифференциация субпопуляций Т-клеток и выработка ими цитокинов, чтобы лучше понять эти клеточно-опосредованные иммунные реакции. и, в конечном итоге, влияние естественной инфекции на эти реакции. Целью настоящего исследования было изучение гуморального и клеточного иммунного ответа при вакцинации M. hyopneumoniae у свиней на двух коммерческих фермах. С этой целью сывороточные антитела, а также пролиферацию и продукцию цитокинов различными субпопуляциями Т-клеток контролировали с момента вакцинации в возрасте 16 дней до убойного возраста. Также было исследовано потенциальное влияние специфического материнского иммунитета к M. hyopneumoniae на гуморальный и клеточный ответ на вакцину у поросят.

Преимущества добавки цистанхе – повышение иммунитета

Материалы и методы

Описание стада и выбор животных

Two commercial farrow-to-finish farms were included in the study based on the willingness of the farmer to participate. On both farms, circulation of M. hyopneumoniae was assumed based on the presence of the pathogen in tracheobronchial swabs (TBS) taken from fattening pigs in the past. Danbred breeding gilts were reared on farm A and purchased on farm B. On-farm A, the breeding gilts were vaccinated once against M. hyopneumoniae four weeks before first insemination with Ingelvac MycoFLEX® (Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH, Ingelheim am Rhein, Germany). On-farm B, breeding gilts were vaccinated with Stellamune® Mycoplasma (Elanco, Utrecht, The Netherlands) at six months of age upon arrival at the farm and a second time four weeks later. Furthermore, on-farm B gilts were also booster-vaccinated twice shortly before farrowing. On both farms, sows were not vaccinated against M. hyopneumoniae. Farm A practiced a 5-week batch-farrowing system and piglets were weaned and moved to the nursery unit at approximately 22 days of age. The piglets were vaccinated at 16 days of age against M. hyopneumoniae with an inactivated whole cell J strain-based bacterin (Ingelvac MycoFLEX®, Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH, Ingelheim am Rhein, Germany), porcine circovirus type 2 (PCV2) (Ingelvac CircoFLEX®, Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH) and porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) (UNISTRAIN® PRRS, HIPRA, Amer, Spain). Pigs were moved to the fattening unit at 9 weeks of age. Farm B worked in a 4-week batch-farrowing system and piglets were weaned and moved to the nursery unit at approximately 22 days of age. Tey was vaccinated at 16 days of age against M. hyopneumoniae with the same vaccine as in farm A (Ingelvac MycoFLEX®, Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH) and PRRSV (UNISTRAIN® PRRS, HIPRA). The piglets were moved to the fattening unit at 10 weeks of age. On both farms, five breeding animals (two gilts and three sows of mixed parity) were included in the study. The growing process was monitored by the main investigator and from each litter, five healthy piglets (birth weight>1 кг) отбирали, надрезали уши и наблюдали ежемесячно от рождения до убоя (n=25 поросят/ферму). Перекрестное выкармливание поросят с надрезом на ушах не разрешалось, и свиньи не получали антибиотики, активные против M. hyopneumoniae, на обеих фермах в течение всего испытания.

цистанхе трубчатой ​​– улучшает иммунную систему

Дизайн исследования и выборка

Исследование было одобрено Комитетом по этике факультета ветеринарной медицины и факультета биологической инженерии Гентского университета (номер одобрения 2020/31). У свиноматок собирали молозиво во время опороса. В течение 6 часов после опороса у свиноматок собирали TBS (сосущий катетер 60 см, Medinorm GmbH, Шпизен-Эльверсберг, Германия) и кровь в стерильную пробирку с сывороткой (свернувшаяся кровь). В двухдневном возрасте у поросят брали кровь в пробирки с сывороткой. В возрасте от одного до шести месяцев у поросят каждый месяц брали кровь в стерильных пробирках с сывороткой, ЭДТА (несвернувшейся кровью) и TBS. На ферме А свиней забивали в возрасте 177 дней, поэтому последний образец был взят в возрасте 5,5 месяцев. На ферме Б свиней отправили на бойню в возрасте 191 дня, поэтому последний образец был взят в возрасте 6 месяцев. Образцы молозива и сыворотки хранились при температуре -20, а образцы TBS при температуре -80 до дальнейшего анализа. Несвернувшуюся кровь немедленно обрабатывали для анализа клеточного иммунитета. Цифровая ПЦР для обнаружения ДНК M. hyopneumoniae. Для проверки наличия M. hyopneumoniae ДНК экстрагировали из образцов TBS с использованием коммерческого набора (набор DNeasy® Blood & Tissue, Qiagen, Венло, Нидерланды) и цифрового ПЦР (dPCR). ) протокол, нацеленный на ген P102, выполняли в соответствии с ранее описанным протоколом [27]. Специфические к Mycoplasma hyopneumoniae антитела. Специфические к Mycoplasma hyopneumoniae антитела в образцах сыворотки и молозива анализировали с использованием коммерческого непрямого ИФА (тест M. hyo Ab, IDEXX Laboratories Inc., Вестбрук, Мэн, США) в соответствии с инструкциями производителя. Образцы считались положительными, если соотношение образцов к положительным (S/P) было выше 0,40, и отрицательными, если соотношение S/P было равно или ниже 0,40.

Производство цитокинов Т-клетками

Из свежей несвернувшейся крови мононуклеарные клетки периферической крови (РВМС) выделяли с использованием градиента плотности Lym phoprep™ (Stemcell Technologies, Ван - - Кувер, Канада). Выделение, стимуляцию и окрашивание РВМС проводили, как описано ранее, с некоторыми незначительными модификациями [22]. Клетки стимулировали в течение ночи (20 часов) бактерином штамма M. hyopneumoniae J собственного производства, и для каждого животного включали отрицательную среду и положительный контроль Конканавалин А (КонА). Бактерин штамма J M. hyopneumoniae был получен на основе протокола получения бактерина M. hyopneumoniae F7.2 C [16]. Для исследования выработки цитокинов в каждую лунку в течение последних 4 часов стимуляции добавляли Брефелдин А (eBioscience™, Сан-Диего, Калифорния, США) для ингибирования секреции белка. Для внеклеточного окрашивания РВМС инкубировали с моноклональными антителами анти-CD3 (клон PPT3), анти-CD4 (клон 74-12-4) и анти-CD8 (клон 11-295-33). Затем соответствующие вторичные антитела против мышиного IgG1 APC-Cy7 (Abcam, Кембридж, Великобритания), против мышиного IgG2b FITC (Biolegend, Сан-Диего, Калифорния, США) и против мышиного IgG2a PE-Cy7 (Abcam, Кембридж, Великобритания). были добавлены. Впоследствии был выполнен этап блокирования мышиным IgG1 (10 мкг/мл). После поверхностного окрашивания клетки фиксировали и пермеабилизировали, а также проводили внутриклеточное окрашивание на TNF-, IFN- и IL-17A [22]. Данные собирали с помощью проточного цитометра CytoFLEX (Beckman Coulter, Беа, Калифорния, США), а результаты дополнительно анализировали с помощью программного обеспечения CytExpert (Beckman Coulter). Иерархия шлюзов показана в дополнительном файле 1.

Анализ пролиферации Т-клеток

Изолированные РВМС стимулировали in vitro бактерином штамма J M. hyopneumoniae собственного производства для оценки пролиферации Т-клеток. Используемый протокол был подробно описан в предыдущем исследовании [22]. Для поверхностного окрашивания клетки сначала инкубировали с моноклональными антителами против CD3, анти-CD4 и анти-CD8, а затем с соответствующими вторичными антителами против мышиного IgG1 APC-Cy7 (Abcam, Кембридж, Великобритания), против мышиного IgG2b. FITC (Biolegend, Сан-Диего, Калифорния, США) и антимышиный IgG2a AlexaFluor 647 (Biolegend, Сан-Диего, Калифорния, США) вместе с йодидом пропидия. Данные собирали с помощью проточного цитометра CytoFLEX, а результаты дополнительно анализировали с помощью программного обеспечения CytExpert. Иерархия шлюзов показана в дополнительном файле 2.

цистанхе трубчатой ​​– улучшает иммунную систему

Анализ данных

Statistical analyses were performed using IBM SPSS® Statistics Version 27 (IBM, Chicago, IL, USA) to compare results within farms. A descriptive analysis was performed for M. hyopneumoniae-specific antibody levels and the frequency of different T cell subsets. Kolmogorov-Smirnov and Shapiro-Wilk tests were used as tests for the normality of the residuals. For normally distributed data, repeated measures analyses of variance were used and post-hoc pairwise comparisons were made with a Bonferroni correction to assess possible differences between successive sampling moments. For not mally distributed data, a non-parametric Friedman test was used together with a Wilcoxon signed rank test with Bonferroni correction to compare the different sampling moments. Descriptive results were given to discuss whether the presence (S/P>{{0}}.40) или отсутствие (S/P меньше или равно 0,40) MDA влияло на гуморальный и клеточно-опосредованный иммунитет после вакцинации поросят.

Полученные результаты

На каждой ферме пять свиней были исключены из исследования из-за гибели или потери ушной бирки. Данные этих свиней включались в анализ до последнего правильно документированного момента отбора проб.

Наличие естественной инфекции M. hyopneumoniae в хозяйствах

На ферме А все образцы TBS (от свиноматок, поросят и свиней на откорме) дали отрицательный результат на наличие ДНК M. hyopneumoniae. На ферме Б все образцы TBS от свиноматок, поросят и поросят на откорме дали отрицательный результат на наличие ДНК M. hyopneumoniae до пятимесячного возраста. В возрасте шести месяцев четыре поросенка на откорме дали положительный результат на M. hyopneumoniae с содержанием 300, 7, 22 и 14 микроорганизмов M. hyopneumoniae/мкл ДНК.

Персистенция антител, специфичных к M. hyopneumoniae, у свиней

На обеих фермах у четырех из пяти свиноматок при опоросе в сыворотке и молозиве были обнаружены специфичные к M. hyopneumoniae антитела (рис. 1А и С). Двухдневные поросята, получавшие молозиво от этих свиноматок, имели материнские антитела, специфичные к M. hyopneumoniae (присутствует MDA), в то время как поросята от серонегативных свиноматок также были серонегативными (MDA отсутствовало) (рис. 1B и D). Несмотря на вакцинацию в 16-дневном возрасте, в обеих фермах уровень специфичных к M. hyopneumoniae антител в сыворотке поросят значительно снижался с двухдневного возраста до одного месяца, с одного месяца до двух месяцев и с двух месяцев до трехмесячного возраста (рис. 1E). Никаких существенных различий между более поздними моментами отбора проб не наблюдалось. Начиная с двухмесячного возраста, все свиньи, за исключением двух на ферме А в четырехмесячном возрасте, были серонегативными по M. hyopneumoniae. Уровни специфичных к M. hyopneumoniae антител у поросят с MDA снижались с течением времени и в двухмесячном возрасте достигли тех же уровней, что и у поросят без MDA (рис. 1F).

Кинетика частот подмножества Т-клеток у свиней

В течение жизни свиньи частота различных субпопуляций Т-клеток в крови меняется вследствие созревания иммунной системы и контакта с микроорганизмами [28]. Чтобы исследовать кинетику различных субпопуляций Т-клеток, РВМС крови из контрольной нестимулированной среды оценивали с помощью проточной цитометрии. В месячном возрасте частота (в среднем %) CD4-CD8+ Т-клеток составила 13,6±2,8% и 10,5±3,4% у свиней из ферм А и Б соответственно. Эта частота значительно увеличилась в двухмесячном возрасте на обеих фермах и снова значительно снизилась в трехмесячном возрасте на ферме А. Начиная с трехмесячного возраста она оставалась стабильной на ферме А, в то время как на ферме Б значительное увеличение снова наблюдалось в шестимесячном возрасте. месяцев (рис. 2А). В обеих фермах частота CD4+CD8- Т-клеток была самой высокой в ​​месячном возрасте - 37,5±6,0% (ферма А) и 42,3±5,9% (ферма Б). Эта частота значительно снизилась в двухмесячном возрасте. На ферме А частота стабилизировалась начиная с двух месяцев, тогда как на ферме Б снижение происходило более постепенно (рис. 2Б). В возрасте одного месяца соотношение CD4/CD8 составляло 2,8 (ферма А) и 4.0 (ферма Б). Это соотношение снизилось в двухмесячном возрасте и оставалось ниже 1,0, начиная с трехмесячного возраста на обеих фермах. Частота CD4-CD8- Т-клеток у месячных поросят составила 31,1±7,2% и 25,6±5,4% в хозяйствах А и Б соответственно. На обеих фермах частота оставалась одинаковой в возрасте двух месяцев, но впоследствии значительно увеличилась и достигла самого высокого уровня в возрасте пяти месяцев (рис. 2C). Частота CD4+CD8+ Т-клеток была самой низкой в ​​месячном возрасте и составляла 3,3±1,1% и 4,0±1,0% в фермах А и Б соответственно. Эта частота значительно увеличилась в двухмесячном возрасте. На ферме А впоследствии он оставался стабильным, тогда как на ферме Б он постепенно увеличивался до четырехмесячного возраста, а затем снова значительно снижался в пятимесячном возрасте (Рисунок 2D).

Рисунок 1. Наличие антител, специфичных к Mycoplasma hyopneumoniae, у свиноматок и свиней. А, С

Рисунок 2. Месячная частота (%) субпопуляций CD3+ Т-клеток в крови свиней. А

Рис. 3. Персистенция циркулирующих пролиферирующих CD3+ Т-клеток у свиней. А, Б

Пролиферация Т-клеток

PBMC, стимулированные M. hyppnea moniae, анализировали для определения процента пролиферирующих Т-клеток. Как показано на рисунках 3A и B, пролиферирующие CD3+ Т-клетки присутствовали в крови свиней в каждый момент отбора проб на обеих фермах после стимуляции in vitro бактерином M. hyopneumoniae, хотя процент некоторых животных был выше на рисунках 3A и B. ферма А. На ферме А процент пролиферирующих Т-клеток значительно снизился в шестимесячном возрасте по сравнению с процентом в пятимесячном возрасте, в то время как на ферме Б не удалось существенно снизить или увеличить процент пролиферирующих Т-клеток. наблюдаться. Т-клетки Te CD4-CD8- были доминирующей субпопуляцией Т-клеток CD3+, пролиферирующей в ответ на стимуляцию M. hyopneumoniae на обеих фермах, за которыми следовала субпопуляция Т-клеток CD4+CD8- (рис. 3C и Д).

Рисунок 4. Циркулирующие CD4+CD8+ Т-клетки, специфичные для Mycoplasma hyopneumoniae, в крови свиней на обеих фермах. А

Производство цитокинов Т-клетками

Чтобы лучше понять наличие и персистенцию Т-клеток, специфичных для M. hyopneumoniae, у свиней, продукцию TNF-, IFN- и IL-17A МКПК крови, стимулированных in vitro бактерином M. hyopneumoniae, оценивали с помощью проточной цитометрии. Как показано на рисунке 4, на обеих фермах стимулированные CD4+CD8+ Т-клетки продуцировали цитокины, что было более выражено у свиней более молодого возраста. Процент TNF- +CD4+CD8+ Т-клеток значительно снизился у свиней на ферме А в возрасте от одного до двух месяцев и от двух до трех месяцев на ферме Б. А значительное снижение IFN- + CD4+CD8+ Т-клеток наблюдалось в возрасте от одного до двух месяцев у свиней на обеих фермах и в возрасте от двух до трех месяцев на ферме Б. Те процент CD4+CD8+ Т-клеток, продуцирующих как TNF-, так и IFN-, значительно снизился у свиней в возрасте от одного до двух месяцев на ферме А и от двух до трех месяцев на ферме Б. Через один месяц В возрасте процент Т-клеток IL-17A+ CD4+CD8+ был выше по сравнению с процентом в двухмесячном возрасте, но эта разница не была статистически значимой. Четыре животных на ферме B, у которых тест на M. hyopneumoniae был положительным в возрасте шести месяцев, имели аналогичную продукцию цитокинов CD4+CD8+ Т-клетками по сравнению с животными, отрицательными по M. hyopneumoniae. Помимо субпопуляции CD4+CD8+ Т-клеток, мы также наблюдали различия в продукции цитокинов другими субпопуляциями Т-клеток на ферме B. На рисунке 5 показаны данные четких ответов и значительных различий в продукции цитокинов другие подгруппы Т-клеток, которые встречались только в ферме B. По другим параметрам и на ферме A не наблюдалось различий в продукции цитокинов CD4-CD8+, CD4+CD8- или CD4-. CD8- Т-клетки. Процент TNF- + CD4+CD8- Т-клеток значительно увеличился, тогда как процент IFN- + CD4-CD8+ Т-клеток значительно снизился за период от одного до двух месяцев лечения. возраст. Следует отметить, что у свиньи, которая была M. hyopneumoniae положительной в возрасте шести месяцев с 7 микроорганизмами M. hyopneumoniae/мкл ДНК, наблюдался высокий процент TNF- + CD4+CD8- и IL-17 A+ CD4−CD8+ Т-клетки в крови. Остальные свиньи, положительные по M. hyopneumoniae, в шестимесячном возрасте имели такой же процент Т-клеток, продуцирующих цитокины, что и свиньи, отрицательные по M. hyopneumoniae.

Рисунок 5. Циркулирующие субпопуляции Т-клеток, специфичных для Mycoplasma hyopneumoniae, продуцирующих цитокины, в крови свиней на ферме Б. А.

На каждой ферме MDA, специфичный для M. hyopneumoniae, присутствовал в сыворотке 20 двухдневных поросят и отсутствовал в сыворотке пяти поросят, полученных от свиноматки без сывороточных антител, специфичных для M. hyopneumoniae. Чтобы выяснить, оказывает ли MDA влияние на клеточно-опосредованный иммунитет, индуцированный вакциной против M. hyopneumoniae, было проведено различие между поросятами с MDA и без него, а различия между двумя группами исследовались для подпопуляций Т-клеток, для которых наблюдались значительные различия наблюдались в выработке цитокинов (рис. 6A–E). На ферме B процент Т-клеток TNF- +CD4+CD8+ имел тенденцию быть выше у месячных свиней с MDA, по сравнению с месячными свиньями. свиньи без MDA. Для других цитокинов, продуцирующих CD4+CD8+ Т-клетки, средние проценты были одинаковыми между двумя группами свиней в возрасте одного месяца на каждой ферме. Со временем наблюдалась тенденция к снижению среднего процента продуцирующих цитокины CD4+CD8+ Т-клеток в крови свиней с небольшими различиями или вообще без них в шестимесячном возрасте между свиньями с и без МДА (рисунки 6A–C). То же самое наблюдалось для IFN- -продуцирующих CD8+ Т-клеток в крови свиней на ферме B (рис. 6D). В возрасте одного и двух месяцев средний процент TNF- +CD4+CD8- Т-клеток на ферме B был одинаковым для свиней с MDA или без него, тогда как в возрасте шести месяцев процент был выше. TNF- -продуцирующие CD4+CD8- Т-клетки наблюдались в крови свиней без MDA (рис. 6E).

Преимущества добавки цистанхе – повышение иммунитета

Обсуждение

Это первое исследование, дающее представление о долгосрочных иммунных реакциях, индуцированных вакциной против M. hyopneumoniae, у свиней от рождения до убоя в полевых условиях. Гуморальный иммунный ответ в сыворотке, оцененный с помощью IDEXX ELISA, отсутствовал после вакцинации, но присутствовали клеточно-опосредованные иммунные ответы. Пролиферация Т-клеток после стимуляции M. hyopneumoniae in vitro наблюдалась до конца периода откорма. Кроме того, в возрасте одного месяца после вакцинации M. hyopneumoniae присутствовали специфичные для M. hyopneumoniae цитокины, продуцирующие CD4+CD8+ Т-клетки, которые включают Т-клетки памяти, но их количество уменьшалось с возрастом. . Материнские антитела, по-видимому, не влияли на гуморальные и клеточно-опосредованные иммунные реакции, вызванные вакциной, в течение жизни свиньи, за исключением присутствия TNF- + CD4+CD8+ Т-клеток. . Чтобы оценить устойчивость и различия в иммунном ответе у поросят, вакцинированных M. hyopneumoniae, на уровне фермы мы включили две коммерческие фермы. Несмотря на то, что циркуляция M. hyopneumoniae предполагалась на обеих фермах, исследуемые свиньи оставались отрицательными на M. hyopneumoniae на протяжении всего исследования, за исключением четырех свиней на ферме B в конце исследования, что позволило нам исследовать стойкость вакцино-индуцированной инфекции. иммунные реакции без влияния естественной инфекции. У четырех M. hyopneumoniae ПЦР-положительных свиней в возрасте шести месяцев на ферме B не наблюдалось более высоких уровней M. hyopneumoniae-специфических антител по сравнению с ПЦР-отрицательными свиньями. За исключением одной свиньи, у них также не было более высокого процента Т-клеток, продуцирующих цитокины, в крови после стимуляции M. hyopneumoniae in vitro. Это можно объяснить тем, что заражение M. hyopneumoniae, вероятно, произошло незадолго до момента отбора проб, что не дало иммунной системе достаточного времени для ответа на инфекцию [29–31]. У трех из четырех свиней, положительных на M. hyopneumoniae, нагрузка патогенов в образце TBS также была довольно низкой.

Рисунок 6. Средний процент подпопуляций Т-клеток, специфичных для Mycoplasma hyopneumoniae, продуцирующих цитокины, в зависимости от уровней антител, полученных от матери. переменного тока

Уровни антител в сыворотке у двухдневных поросят соответствовали уровням специфичных к M. hyopneumoniae антител в сыворотке и молозиве свиноматок при опоросе, что подтверждает передачу специфического материнского иммунитета к M. hyopneumoniae через молозиво [22, 23]. Сероконверсия не наблюдалась после вакцинации против M. hyopneumoniae в возрасте 16 дней. Напротив, уровни специфичных к M. hyopneumoniae антител со временем снижались, и все животные становились серонегативными в возрасте двух месяцев. Известно, что коммерческая вакцина M. hyopneumoniae, использованная в данном исследовании, вызывает ограниченную сероконверсию после однократного введения, что также наблюдалось в предыдущих исследованиях [14, 32, 33]. В экспериментальном исследовании вакцинации поросят перед отъемом у 40% животных произошла сероконверсия через 3 недели после вакцинации, тогда как в полевых испытаниях только у 3 из 40 свиней сероконверсия произошла через 7 недель после вакцинации [14, 32]. Однако наличие (или отсутствие) сывороточных антител, специфичных к M. hyopneumoniae, после вакцинации не соответствует защите (или ее отсутствию) от инфекции [14, 25, 34]. Для защиты хозяина от факультативных внутриклеточных и внеклеточных бактериальных патогенов, таких как M. hyopneumoniae, важную роль играют CD4+CD8- Т-хелперные клетки, главным образом клетки Т1 и Т17. Клетки Т1 продуцируют IFN-, который активирует макрофаги для уничтожения патогена, тогда как клетки Т17 продуцируют IL-17A для укрепления барьера слизистой оболочки [35–38]. Недавно было показано, что небольшой процент клеток M. hyopneumoniae также можно обнаружить внутриклеточно, и, учитывая решающую роль цитотоксических Т-клеток CD4-CD8+ в защите хозяина от внутриклеточных патогенов, эти цитотоксические Т-клетки также может быть важным для контроля инфекций, вызванных M. hyopneumoniae [31, 35, 39]. Чтобы исследовать кинетику различных частот субпопуляций Т-клеток и способность этих Т-клеток пролиферировать после стимуляции M. hyopneumoniae in vitro, РВМС были выделены из поросят на обеих фермах. Характер частоты субпопуляции Т-клеток был схожим на этих двух фермах. По данным других исследований, процент CD4+CD8- Т-клеток выше, чем процент CD4-CD8+ Т-клеток в более молодом возрасте. С возрастом процент CD4+CD8- Т-клеток снижается, а процент CD4-CD8+ Т-клеток увеличивается, что приводит к снижению соотношения CD4/CD8 с течением времени [40–42]. Поросята рождаются практически без CD4+CD8+ Т-клеток. Количество этих клеток увеличивается с возрастом при контакте свиней с микроорганизмами, поскольку некоторые из этих клеток обладают патоген-специфической функцией памяти [5, 22, 42–44]. Однако на ферме А частота CD4+CD8+ Т-клеток оставалась на том же уровне, начиная с двухмесячного возраста. На ферме B наблюдалось постепенное увеличение до четырехмесячного возраста, как и ожидалось, хотя процент CD4+CD8+ Т-клеток после этого снова снизился. Сравнение субпопуляций Т-клеток с другими исследованиями остается затруднительным, поскольку РВМС в этом исследовании не измерялись непосредственно после забора крови, а сначала инкубировались в течение 20 часов, прежде чем измерять процент субпопуляций Т-клеток. Специфичная для Mycoplasma hyopneumoniae пролиферация Т-клеток CD3+ сохранялась до конца периода откорма, что подтверждает наличие специфичных для M. hyo pneumoniae Т-клеток в крови свиней, вакцинированных в возрасте 16 дней. Присутствие специфичных для M. hyopneumoniae пролиферирующих Т-клеток может коррелировать с защитой от энзоотической пневмонии, поскольку предыдущие исследования показали, что способность РВМС к пролиферации после стимуляции in vitro митогеном ConA коррелирует с устойчивостью к болезням у свиней [45]. ]. Те CD4-CD8- Т-клетки были основной субпопуляцией Т-клеток, пролиферирующих на обеих фермах, за которыми следовали CD4+CD8- Т-клетки, процентное соотношение которых колебалось с течением времени. У свиней большинство CD4-CD8- Т-клеток несут инвариантные δ-Т-клеточные рецепторы в отличие от антиген-специфических Т-клеток [31, 42]. При заражении свиней другими патогенами, такими как вирус РРСС, δ-Т-клетки также были основными пролиферативными ответчиками после виремии вируса РРСС [46]. Эти Т-клетки также играют роль в выработке нейтрализующих антител после вакцинации свиней против классической чумы свиней [47]. Кроме того, в жидкости бронхоальвеолярного лаважа свиней, инфицированных Actinobacillus pleuropneumoniae, наблюдалось увеличение CD8-δ Т-клеток [48]. Необходимы дальнейшие исследования для изучения роли δ Т-клеток в контроле и защите от инфекций M. hyopneumoniae. В анализах воспоминания различные субпопуляции Т-клеток оценивали на выработку ими TNF-, IFN- и IL-17A. В возрасте двух месяцев процент TNF- -, IFN- - и TNF-/IFN- -продуцирующих CD4+CD8+ Т-клеток значительно снизился. по сравнению с процентами в возрасте одного месяца. В дальнейшем проценты были переменными: они либо снижались дальше, либо оставались стабильными с течением времени. Та же закономерность наблюдалась для IL-17CD4+CD8+ Т-клеток, продуцирующих IL-17CD, хотя и не являлась статистически значимой. У свинок, вакцинированных против вируса РРСС, продукция IFN-МКПК также наблюдалась до 42 дней после первичной вакцинации, но затем снижалась до 147 дней после вакцинации [49]. Ранее было показано увеличение количества ИФН-секретирующих лимфоцитов после вакцинации M. hyo pneumoniae [9, 10].

Цистанхе пустынная живаятрубчатая

В последнее время накапливаются данные о том, что полифункциональные Т-клетки, которые продуцируют более одного цитокина, играют ключевую роль в защите и уничтожении патогенов. Например, у свиней, инфицированных видами Chlamydia, полифункциональные CD4+CD8- Т-клетки коррелируют с защитой [50]. Вакцинация поросят против M. hyo pneumoniae также увеличивала процентное содержание полифункциональных CD4+CD8- и CD4-CD8+ Т-клеток [12]. В другом исследовании вакцинация свиней против ЦВС2 привела к повышению уровня TNF- +/IFN- + CD4+CD8+ Т-клеток через 24 дня после вакцинации, который снова снизился. к концу исследования через 56 дней после вакцинации [51]. В нашем исследовании мы также заметили, что присутствие продуцирующих цитокины CD4+CD8+ Т-клеток со временем уменьшалось. Это исследование было сосредоточено на циркулирующих в крови лимфоцитах, но вакцинация также индуцирует локальные клеточно-опосредованные иммунные реакции, специфичные для M. hyopneumoniae, в легких и бронхиальных лимфатических узлах [8]. Таким образом, будущие исследования иммунитета, специфичного к M. hyo pneumoniae, вызванного вакциной, также должны быть сосредоточены на местных клеточно-опосредованных иммунных реакциях. Кроме того, в этом исследовании для иммунизации поросят использовалась только одна коммерческая вакцина против M. hyopneumoniae. Иммунные реакции могут различаться в зависимости от вакцины, поскольку на них влияет состав вакцины (адъювант и антиген) и способ введения [16, 52, 53]. Например, известно, что карбопол, адъювант в используемой коммерческой вакцине против M. hyopneumoniae, направляет иммунный ответ на ответ Т1 [54]. На каждой ферме пять поросят были серонегативными по M. hyopneumoniae, а в сыворотке 20 поросят присутствовал мобильный специфичный MDA M. hyopneu. Независимо от статуса MDA, все свиньи были серонегативными по M. hyopneumoniae в возрасте двух месяцев, и сероконверсия не наблюдалась в более поздние моменты времени. Наши результаты согласуются с предыдущим исследованием, в котором семидневных поросят с MDA и без него вакцинировали против M. hyopneumoniae [25]. В обеих группах сероконверсии после вакцинации не наблюдалось, и все свиньи были серонегативными через 42 дня после вакцинации. С другой стороны, другие обнаружили, что вакцинация M. hyopneumoniae в присутствии MDA приводила к более высоким уровням антител по сравнению с невакцинированными поросятами, но чем выше титр MDA, тем ниже ответ [24, 26]. Хотя гуморальная реакция не всегда наблюдается после вакцинации M. hyopneumoniae, индуцируются клеточно-опосредованные иммунные реакции, специфичные для M. hyopneumoniae [26]. Никаких различий не наблюдалось в пролиферации РВМС, выделенных от свиней, вакцинированных M. hyopneumoniae, независимо от уровней MDA [26]. В нашем исследовании на каждой ферме не наблюдалось различий в Т-клетках, продуцирующих цитокины, между свиньями, вакцинированными против M. hyopneumoniae, с MDA и без него в месячном возрасте. Только на ферме B поросята с MDA, как правило, имели более высокий процент TNF- +CD4+CD8+ Т-клеток в возрасте одного месяца по сравнению с поросятами без MDA. Актуальность этих результатов должна быть дополнительно изучена в исследовании, включающем большее и равное количество поросят со специфичным для M. hyopneumoniae MDA и без него. Также необходимо провести статистический анализ, поскольку в данном исследовании этого не проводилось из-за низкого и неравного количества животных в группах без и с MDA. В заключение, настоящее исследование показало, что, хотя сероконверсия после вакцинации поросят M. hyopneumoniae отсутствовала, были обнаружены клеточно-опосредованные иммунные реакции, специфичные для M. hyopneumoniae. Полифункциональные цитокин-продуцирующие CD4+CD8+ Т-клетки присутствовали до трехмесячного возраста, а пролиферирующие Т-клетки наблюдались до конца периода откорма, что указывает на наличие патоген-специфического клеточно-опосредованного иммунитета. у свиней, вакцинированных M. hyopneumoniae. Полученные результаты составляют основу для дальнейших исследований по оценке влияния естественной инфекции M. hyopneumoniae на вакциноиндуцированный иммунитет в полевых условиях.

Рекомендации

1. Питерс М., Мэйс Д. (2019) Микоплазмоз. В: Циммерманн Дж.Дж., Каррикер Л.А., Рамирес А., Шварц К.Дж., Стивенсон Г.В., Чжан Дж. (ред.) Болезни свиней, 11-е изд. Уайли, Нью-Йорк

2. Райкрофт А. (2020) Общая характеристика и классификация видов микоплазмы свиней. В: Мэйс Д., Сибила М., Питерс М. (ред.) Микоплазмы у свиней. Акко, стр. 26–46.

3. Маес Д., Сегалес Дж., Мейнс Т., Сибила М., Питерс М., Хэзебрук Ф. (2008 г.) Контроль инфекций Mycoplasma hyopneumoniae у свиней. Ветеринарный микробиол 126:297–309.

4. Гарса-Морено Л., Сегалес Дж., Питерс М., Ромагоса А., Сибила М. (2018)Стратегии акклиматизации свинок для контроля инфекции Mycoplasma hyopneumoniae. Ветеринарный микробиол 219:23–29 5. Заалмюллер А., Вернер Т., Фачингер В. (2002)Т-хелперные клетки от наивных до коммитированных. Вет Иммунол Иммунопатол 87: 137–145

6. Руис А.Р., Утрера В., Пихоан С. (2003) Влияние вакцинации свиноматок против микоплазмы гиопневмонии на колонизацию поросят при отъеме. J Swine Health Prod 11:131–135

7. Сибила М., Бернал Р., Торрентс Д., Риера П., Ллопарт Д., Калсамилья М., Сегалес Дж. (2008). Влияние вакцинации свиноматок против Mycoplasma hyopneumoniae на колонизацию и сероконверсию свиноматок и поросят, а также поражения легких свиней при убое. Ветеринарный микробиол 127:165–170.

8. Маркиоро С.Б., Маес Д., Флаху Б., Пасманс Ф., Дель Посо Сакристан Р., Вранкс К., Мелькебек В., Кокс Е., Вуйтс Н., Хэзебрук Ф. (2013). Местные и системные иммунные реакции у свиней, которым внутримышечно инъецировали инактивированную Mycoplasma hyopneumoniae. вакцина. Вакцина 31:1305–1311.

9. Мартелли П., Салери Р., Кавалли В., Де Анжелис Э., Феррари Л., Бенетти М., Феррарини Г., Мериальди Г., Боргетти П. (2014). Системный и местный иммунный ответ у свиней, которым внутрикожно и внутримышечно инъецировали инактивированные вакцины против микоплазмы гиопневмонии. Ветеринарный микробиол 168:357–364.

10. Такер Э.Л., Такер Б.Дж., Кун М., Хокинс П.А., Уотерс В.Р. (2000)Оценка местных и системных иммунных реакций, вызванных внутримышечной инъекцией бактерина Mycoplasma hyopneumoniae свиньям. Am J Vet Res 61: 1384–1389

11. Seo HW, Han K, Oh Y, Park C, Choo EJ, Kim SH, Lee BH, Chae C (2013)Сравнение клеточно-опосредованного иммунитета, индуцированного тремя коммерческими однократными дозами бактеринов Mycoplasma hyopneumoniae у свиней. J Vet Med Sci 75: 245–247

12. Маттейс А.М.Ф, Оре Дж., Якоб В., Гарсия-Николас О., Браун Р.О., Келлер И., Браггман Р., Девриендт Б., Бойен Ф., Гузман К.А., Михильс А., Хезебрук Ф., Коллин Н., Барнье-Кер С., Мэйс Д. , Саммерфилд А. (2019) Системно-эмунеологическая характеристика новых составов вакцин для бактерий Mycoplasma hyopneumoniae. Фронт Иммунол 10:1087

13. Вильярреал И., Мейнс Т., Девульф Дж., Вранкс К., Калус Д., Пасманс Ф., Хезебрук Ф., Маес Д. (2011) Влияние вакцинации на передачу Mycoplasma hyopneumoniae у свиней в полевых условиях. Ветеринар Дж 188:48–52.

14. Арсенакис И., Пансаволта Л., Михильс А., Дель Посо Сакристан Р., Бойен Ф., Хэзебрук Ф., Маес Д. (2016)Эффективность вакцинации против микоплазменной гиопневмонии до и при отъеме от экспериментальной контрольной инфекции у свиней. BMC Вет Рес 12:63

15. Пак С., Чон Дж., Чхве К., Че С. (2016)Эффективность новой бивалентной вакцины против цирковируса свиней типа 2 и Mycoplasma hyopneumoniae (Fostera™ PCV MH) в экспериментальных условиях. Вакцина 34:270–275.

16. Маттейс А.М.Ф, Оре Дж., Бойен Ф., Схос А., Михильс А., Гарсиа-Николас О., Барут Г.Т., Барнье-Кер С., Якоб В., Коллин Н., Девриендт Б., Саммерфилд А., Хэзебрук Ф., Маес Д. (2019). Эффективность трех инновационных бактериновых вакцин против экспериментальной инфекции Mycoplasma hyopneumoniae. Ветеринар Рез 50:91

17. Рейнольдс С.С., Сент-Обен Л.Б., Саббадини Л.Г., Кула Дж., Фогелаар Дж., Раннелс П., Питерс А.Р. (2009). Уменьшение поражений легких у свиней, зараженных через 25 недель после введения однократной дозы вакцины против микоплазмы гиопневмонии примерно через 1 неделю. возраста. Ветеринар Дж 181: 312–320.

18. Уилсон С., Ван Брюссель Л., Сондерс Г., Тейлор Л., Циммерманн Л., Хейнритци К., Ритцманн М., Банхольцер Э., Эддикс М. (2012). Вакцинация поросят в возрасте 1 недели инактивированной вакциной против микоплазмы гиопневмонии уменьшает поражение легких и улучшители среднесуточного прироста массы тела. Вакцина 30:7625–7629.

19. Дель Посо Сакристан Р., Сиренс А., Маркиоро С.Б., Вангроенвеге Ф., Журкин Дж., Лабарк, Хезебрук Ф., Маес Д. (2014)Эффективность ранней вакцинации против микоплазменной гиопневмонии против смешанных респираторных заболеваний у старых свиней на откорме. Ветеринарная запись 174:197

20. Цветкович В., Сипос С., Сабо И., Сипос В. (2018) Клиническая эффективность двух стратегий вакцинации против Mycoplasma hyopneumoniae в стаде свиней, страдающем респираторными заболеваниями. Управление здоровьем свинины 4:19

21. Гарса-Морено Л., Сегалес Дж., Питерс М., Ромагоса А., Сибила М. (2017) Исследование практики акклиматизации свинок Mycoplasma hyopneumoniae в Европе. Управление здоровьем свинины 3:21

22. Бибо Э., Бекелаер Л., Бойен Ф., Хэзебрук Ф., Гомес-Дюран К.О., Девриендт Б., Маес Д. (2021) Передача специфического клеточного иммунитета, опосредованного Mycoplasma hyopneumoniae, неонатальным поросятам. Ветеринар Рез 52:96

23. Бандрик М., Ариза-Ньето С., Байду С.К., Молитор Т.В. (2014). Колостральный антитело-опосредованный и клеточно-опосредованный иммунитет способствует врожденному и антиген-специфическому иммунитету у поросят. Дев Комп Иммунол 43:114–120

24. Ходгинс Д.С., Шевен П.Е., Дьюи К.Э. (2004)Влияние возраста и материнских антител на реакцию антител у новорожденных поросят, вакцинированных против Mycoplasma hyopneumoniae. J Swine Health Prod 12:10–16

25. Мартелли П., Террени М., Гуаццетти С., Кавирани С. (2006). Реакция антител на инфекцию Mycoplasma hyopneumoniae у вакцинированных свиней с материнскими антителами или без них, индуцированную вакцинацией свиноматок. Дж Вет Мед 53: 229–233

26. Бэндрик М., Тайс К., Молитор Т.В. (2014). Материнский иммунитет усиливает клеточно-опосредованные иммунные реакции у поросят, вызванные вакцинацией против Mycoplasma hyopneumoniae. BMC Вет Рез 10:124

27. Бекелаер Л., Хаспеслаг М., Бибо Э., Бойен Ф., Хэзебрук Ф., Крейчи Р., Мейер Э., Глируп Д., Де Шпигелер В., Девриендт Б., Маес Д. (2022). Различные местные, врожденные и адаптивные иммунные реакции индуцируются двумя коммерческие бактерины Mycoplasma hyopneumoniae и только адъювант. Фронт Иммунол 13:1015525

28. Гернер В., Майр К.Х., Шмидт С. (2022)Местный и системный Т-клеточный иммунитет в борьбе с вирусными и бактериальными инфекциями свиней. Анну преподобный Anim Biosci 10: 349–372

29. Калсамилья М., Пихоан С., Бош Г.Дж. (1999)Профилирование мобильных устройств Mycoplasma hyppnea на фермах с использованием серологии и метода гнездовой ПЦР. J Swine Health Prod 7:263–268

30. Питерс М., Дэниэлс Дж., Ровира А. (2017) Сравнение типов образцов и методов диагностики для обнаружения in vivo Mycoplasma hyopneumoniae на ранних стадиях инфекции. Ветеринарный микробиол 203:103–109.

31. Тизард И.Р. (2018) Ветеринарная иммунология, 10-е изд. Эльзевир, Сент-Луис, Миссури

32. Арсенакис И., Михильс А., Дель Посо Сакристан Р., Бойен Ф., Хэзебрук Ф., Маес Д. (2017). Вакцинация против микоплазмы гиопневмонии во время или незадолго до отъема в полевых условиях: рандомизированное исследование эффективности. Ветеринарная запись 181:19

33. Бетлах А.М., Фано Э., Вандервал К., Питерс М. (2021) Влияние многократных вакцинаций на передачу и степень заражения Mycoplasma hyopneumoniae у свинок. Вакцина 39:767–774.

34. Мартинес-Бойшадерас Н., Гарса-Морено Л., Сибила М., Сегалес Дж. (2022) Влияние материнского иммунитета на иммунные реакции, вызываемые ранней вакцинацией поросят против наиболее распространенных патогенов, участвующих в комплексе респираторных заболеваний свиней. Управление здоровьем свинины 8:11

35. Шредер К., Герцог П.Дж., Равази Т., Хьюм Д.А. (2004)Интерферон-: обзор сигналов, механизмов и функций. Дж. Лейкоц Биол 75: 163–189.

36. Доббс Н.А., Одех А.Н., Сан Х, Симецка Дж.В. (2009)Многогранная роль Т-клеточно-опосредованного иммунитета в патогенезе и устойчивости к респираторным заболеваниям, вызванным микоплазмой. Curr Trends Иммунол 10:1–19

37. Ге Ю, Хуан М, Яо Ю (2020) Биология интерлейкина -17 и его патофизиологическое значение при сепсисе. Фронт Иммунол 11:1558

38. Саммерфельд А. (2020) Иммунный ответ на микоплазменные инфекции свиней. В: Мэйс Д., Сибила М., Питерс М. (ред.) Микоплазмы у свиней. Акко, стр. 110–125.

39. Раймонд Б.Б.А., Тернбулл Л., Дженкинс С., Мадхкур Р., Шлейхер И., Упхоф CC, Уитчерч С.Б., Роде М., Джорджевич С.П. (2018). Микоплазма гиопневмонии находится внутриклеточно в эпителиальных клетках свиньи. Научная репутация 8:17697

40. Боргетти П., Де Анжелис Э., Салери Р., Кавалли В., Качкиоли А., Корради А., Моккегиани Э., Мартелли П. (2006). Изменения периферических Т-лимфоцитов у новорожденных поросят: связь с гормоном роста (ГР), пролактином (ПРЛ) и изменения кортизола. Вет Иммунол Иммунопатол 110:17–25

41. Браун Д.С., Максвелл К.В., Эрф Г.Ф., Дэвис М.Е., Сингх С., Джонсон З.Б. (2006)Онтогенез Т-лимфоцитов и морфологические характеристики кишечника у новорожденных свиней в разном возрасте в постнатальном периоде. J Anim Sci 84: 567–578

42. Степанова Х., Саманкова П., Лева Л., Синкора Дж., Фалдина М. (2007)Раннее постнатальное развитие иммунной системы у поросят: перераспределение субпопуляций Т-лимфоцитов. Клеточный Иммунол 249:73–79

43. Эрнандес Дж., Гарфас И., Ньето А., Меркадо С., Монтаньо Л.Ф., Зентено Э (2001). Сравнительная оценка CD4 + CD8 + и CD4 + CD{{5} } лимфоциты в иммунном ответе на рубулавирус свиней. Вет Иммунол Иммунопатол 79: 249–259

44. Блан Ф., Прево-Блондель А., Питон Г., Бугуйон Э., Леплат Дж., Адреолетти Ф., Эгиди Г., Бурнеф Э., Берто Н., Винсент-Нолло С. (2020). Состав циркулирующих лейкоцитов варьируется в зависимости от возраста и возникновения меланомы у пациентов. биомедицинская модель свиньи MeLiM. Фронт Иммунол 11:291

45. Чон Р.Л., Гилберт С., Ченг Дж., Путц А.М., Дайк М.К., Пластоу Г.С., Фортин Ф., Канада П., Деккерс Дж.К., Хардинг Дж.С.С. (2021). Пролиферация мононуклеарных клеток периферической крови здоровых поросят после митогенной стимуляции как индикатор заболевания. устойчивость. J Anim Sci 99:skab084

46. ​​Кик А.Р., Амарал А.Ф., Кортес Л.М., Фогл Дж.Е., Криски Э., Алмонд Г.В., Кезер Т. (2019) Ответ Т-клеток на вирус репродуктивного и респираторного синдрома свиней 2 типа (РРССВ). Вирусы 11:796

47. Петерсен Б., Каммерер Р., Френцель А., Хассель П., Дау Т.Х., Беккер Р., Брайтаупт А., Ульрих Р.Г., Лукас-Хан А., Мейерс Г. (2021). Создание и первая характеристика свиней с нокаутом TRDC, лишенных δT-клеток. Научный представитель 11:14965

48. Фалдина М., Нехваталова К., Синкора Дж., Кнотигова П., Лева Л., Крейчи Дж., Томан М. (2005)Экспериментальная инфекция Actinobacillus pleuropneumoniae у поросят с различными типами и уровнями специфической защиты: иммуногенотипический анализ субпопуляций лимфоцитов в кровообращения и лимфоидной ткани слизистой оболочки дыхательных путей. Вет Иммунол Иммунопатол 107: 143–152

49. Санчес-Матаморос А., Кампродон А., Мальдонадо Дж., Педрасуэла Р., Миранда Дж. (2019). Безопасность и длительный иммунитет при комбинированном введении модифицированной живой вирусной вакцины против вируса репродуктивного и респираторного синдрома свиней 1 и инактивированной вакцины. против парвовируса свиней и Erysipelothrix rhusiopathiae у племенных свинок. Управление здоровьем свинины 5:11

50. Кезер Т., Пастернак Дж.А., Дельгадо-Ортега М., Хамоник Г., Лай К., Эриксон Дж., Уокер С., Диллон Дж.Р., Гердтс В., Миренс Ф. (2017). Chlamydia suis и Chlamydia trachomatis индуцируют многофункциональные Т-клетки CD4 у свиней. Вакцина 35:91–100

51. Koinig HC, Talker SC, Stadler M, Ladinig A, Graage R, Ritzmann M, Hennig Pauka I, Gerner W, Saalmüller A (2015). Вакцинация ЦВС-2 индуцирует Т-клетки, совместно продуцирующие IFN/TNF, с потенциальной ролью в защита. Ветеринар Рез 46:20

52. Xiong Q, Wei Y, Xie H, Feng Z, Gan Y, Wang C, Liu M, Bai F, Xie F, Shao G (2014). Влияние различных составов адъювантов на иммуногенность и защитное действие живой Mycoplasma hyopneumoniae. вакцина после внутримышечной инокуляции. Вакцина 32:3445–3451.

53. Мэйс Д., Бойен Ф., Девриендт Б., Кунерт П., Саммерфилд А., Хэзебрук Ф. (2021). Перспективы улучшения вакцин против микоплазмы гиопневмонии у свиней. Ветеринар Рез 52:67

54. Гартлан К.Х., Крашиас Г., Вегманн Ф., Хиллсон В.Р., Шерер Э.М., Гринберг П.Д., Эйзенбарт С.С., Могаддам А.Е., Саттентау К.Дж. (2016). Стерильное воспаление, индуцированное карбополом, вызывает устойчивые адаптивные иммунные реакции в отсутствие молекулярных паттернов, связанных с патогеном. . Вакцина 34:2188–2196.